1、 第 页1石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）实习一 实验动物的一般操作技术一、目的和意义毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。通过本次实习学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、染毒方法和生物材料的采集等技术。二、内 容(一)健康动物的选择我们在做动物实验时，无论选择哪种种属、品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。因为机体的健康状态直接影响毒物对机体产生的毒性作用，从而对实验的结果产生影响
2、，干扰我们对结果的准确性的判断，有可能会造成严重的后果。总的来看，一只健康的动物应该外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。重点检查项目：1.眼睛：明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。2.耳：耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。3.鼻：无喷嚏，无浆性粘浓分泌物。4.皮肤：无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。5.颈部：要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患。6.消化道：无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。7.神经系统：无震颤、麻痹。若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圆摆动，应放弃该动物。8.四肢及尾：四肢、趾及尾无红肿及溃疡。(二)实验动物的性
3、别鉴定动物性别不同对毒物的敏感性也不同，这可能与性激素、肝微粒体羟基化反应有关，也随受试物而异，相关内容在毒作用影响因素讲过。因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，宜选用雌雄动物各半。第 页2石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）1.大鼠、小鼠 主要依肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄性，小者为雌性。成年雄鼠卧位可见到睾丸，雌性在腹部可见乳头。2.家兔 将家免头轻轻夹在实验者左腋窝下，左手按住腰背部右手拉开尾巴并将尾巴夹在中指和无名指中间，然后用拇指和食指稍稍把生殖器附近的皮肤扒开。 可见到一圆孔中露出圆锥形稍向下弯曲的阴茎(但幼年雄兔看不到明
4、显的阴茎，只能看到圆孔中有凸起物，即是阴茎)。 此处则为一条朝向尾巴的长缝，呈椭圆形的间隙，间隙越向下越窄，此即为阴道开口处。（三）实验动物的抓取方法在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行。1.小鼠的抓取方法 先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验
5、台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。 （演示）固定：在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。2.大鼠的抓取方法 大鼠的抓取基本同小鼠，大鼠的门齿很长，性情凶猛，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤。所以，不易用袭击方法抓取。为避免咬伤，可带上帆布或棉纱手套。固定：采用左手固定法，右手轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大
6、鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳第 页3石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）及背部的皮肤，并将大鼠固定在左手掌心中，右手即可进行操作。3.兔的抓取方法 用右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托住其臀部或腹部，让其体重的大部分重量集中在左手上。注意：不要抓取双耳或抓提腹部。因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。用手挟住其腰背部提起
7、均为不正确的操作。固定方法：盒式固定和台式固定。盒式固定适用于采血和耳部血管注射；台式固定适用于测量血压、呼吸和进行手术操作等。1.称重 大、小鼠秤的感应量需在 0.1g 以下。根据实验的不同要求，选择一定数量的大、小鼠，体重要求在同一组内、同性别动物体重差异应小于平均体重的10，不同组间同性别动物体重均值差异应小于 5。2.编号 动物编号方法有多种。 （大家有来自兵团和牧区的同学一定见过羊群，有的羊耳朵上夹有一铁片，有的背上及臀部涂有黑色和红色的标记！这些都是动物标记的方法。 ）大、小鼠常用方法如下：(1)染色法：一般采用染料(如苦味酸酒精饱和液)涂擦动物皮毛标记的方法进行编号。经常应用的涂
8、染化学药品有:涂染红色：0.5中性红或品红溶液。涂染黄色：3-5苦味酸溶液。涂染黑色：煤焦油的酒精溶液。根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。(四)实验动物的编号、标记方法适用范围：该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。具体做法：用毛笔或棉签蘸取染料溶液除于动物的不同部位，以苦味酸黄包斑点等染料标记来表示不同号码。一般习惯涂染在左前腿上为 1，左腰部为 2，左后腿为 3，头部为 4，背部为 5，尾基部为 6，右前腿为 7，右腰部为 8，右后腿
9、为 9。如果动物编号超过10，需第 页4石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）要编 10100 号码时，可采用在上述动物的不同部位，再涂染另一种涂料(如 0.5中性红或品红溶液)斑点，即表示相应的十位数，即左前腿上为 10左腰部为 20，以此类推。例如在左前腿上标记有红色和黄色斑点，表示为 11，如果红色标记在左前腿上，而黄色标记在左腰部，则为 12，以此类推。见图 1。提问：单色法编 10100 号码时，最大能变得号码是多少？原则：单色法编大于 10 的号码时，我们规定顺时针旋转，后一位必需大于前一位数，例如：可以编，12，13，1419，但不能编10，11，20，2
10、1，22，30，31，32，33，等，以此类推。100 以内最大能编 89 号。(2) 打孔或剪缺口法：在耳朵不同部位剪一小孔代表某个号码。常以右耳代表个位，左耳代表十位。或与染色法配合使用，右耳剪孔代表十位，左耳代表百位。按图 2 所示可剪成 199 号。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至 1 9999 号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。(3)烙印法：用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。对动物损伤较大。(4)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用
11、蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球第 页5蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）(5)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。(6) 挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。(7)剪毛法：该法适用于大、中型动物
12、，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。(五)实验动物的被毛去除方法 方法有三种：剪毛、拔毛和脱毛。1剪毛 固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。应注意以下几点： 把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； 依次剪毛，不要乱剪； 剪下来的被毛集中在一个容器内，勿遗留在手术野和操作台周围。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。2.毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。3.脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，23 分钟后用温
13、水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。.适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠 10g，生石灰 15g，溶于100ml 水中。.适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠 3g,肥皂粉 1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2. 硫化钠 8g,淀粉 7g，糖 4g，甘油 5g，硼砂 1g,加水第 页675ml；3. 硫化钠 8g 溶于 100ml 水中。石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）【第二次内容】(六)实验动物的随机分组方法(1)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同
14、等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。(2)建立对照组：分组时应建立对照组。.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同
15、样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为组(实验组),单数为 B 组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。例题：设将 30 只雄性动物平均分成 A、B、C、D、E、F 六组，每组 5 只动物。将已编号的动物以号码按随机数字表进行分配。如选随机数字表第二行，从第一个数字开始，顺次抄下 30 个数字(可依横行、竖行或斜行抄录)。将每个数字一律除以 6(组数)，根据余数 1、2、3、4、5、0(整除者)分别将动物分配到A、B、C、D、E、F 组，结果见表
16、1(数字源自第二行随机数字表)第 页7石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）按上法分组后，A 组有动物 7 只，B 组 7 只，C 组 6 只，D 组与 E 组各 2 只，F 组 6 只。为了使每组动物数均为 5 只，需要根据随机分配的原则再选出 2 只 A组和 1 只 C 组动物给 D 组。B 组选出 2 只，F 组选出 1 只给 E 组。具体方法如下：继续抄下随机数字分别除以 A、B、C、F 组的动物数，即：56/7(7 为 A 组动物数)整除，余数为 0，将 A 组第 7 只动物(25 号)调配给 D 组；下一个：506(6 为 A组动物数)余 2，将 A 组第
17、2 只动物(4 号)调配给 D 组 3 接下来 266(6 为 C 组动物数)余 2，将 C 组第 2 只动物(9 号)给 D 组。余类推，最后调整分组成表 2 所示。雌性动物也按上法分组，然后将雌、雄动物合组进行试验。（七）实验动物染毒途径和方法（染毒技术）染毒的途径和方法多种多样，可根据实验目的、动物种类和药物剂型等情况确定。当研究外来化合物的毒性时，实验动物接触化合物途径的选择，应以在生产和生活环境中接触该化合物的方式为出发点。通常使用以下四种染毒方法，即经口，经呼吸道，经皮，注射染毒。1.经口染毒 目的：研究外来化合物能否经胃肠道吸收及求出经口接触的致死剂量（LD 50） 。由于外来化
18、合物可以污染饮水及食物，因此，此中染毒方式在卫生毒理学中占有重要地位。经胃肠道接触诱因实验动物的不同，化合物理化性质不同，分为以下几种具体的接触方式。. 灌胃在急性试验中，经口染毒多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小鼠、大鼠、家兔等动物。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约 45cm，直径为 1mm，第 页8大鼠的灌胃针长约 68cm，直径约 1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成 20左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。 （演示）石 河 子
19、 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）.剂量：在每一实验系列中，同种实验动物的灌胃体积最好一致，即以单位体重计算所给予的毫升数应该一致，即 ml/kg 或 ml/g 计。因为成年动物的体积与体重之间有一定的比例，按单位体重计算灌胃量，受试化合物的吸收速度相对稳定。.注意事项：为了防止化合物与食物之间的反应，灌胃前应禁食 4 小时，灌胃后禁食 2 小时，但可以给水。 （禁食不禁水）a.鼠类的灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力,此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺
20、势将药液注入。一般灌胃针插入小鼠深度为 34cm，大鼠或豚鼠为 46cm。常用灌胃量小鼠为 0.21ml,大鼠 14ml,豚鼠 15ml。b.兔的灌胃法：先将动物固定，再将开口器的小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插。插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入。灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器。一次灌胃能耐受的最大容积兔为 80100ml，狗为 200 250ml。优点：剂量准确缺点：工作量大，易伤及消化道或误入气管死亡。. 喂饲将受试化合物拌入饲料或饮水中，由动物自行摄入。为了确知每只动物摄入化合物的剂量，需单笼喂养
21、动物，计算每日的摄食量和饮水量，以折算摄入化合物的剂量。优点：符合人类接触化合物的实际情况。缺点：因为是暴露的，非一次进入消化道，干扰因素较多。异味动物拒食挥发摄入量下降，有经呼吸道吸入的可能化合物易水解或与食物中某些成分起化学反应，则摄入量不准确并有第 页9改变化合物毒性或毒效应的可能（一般急性毒性试验少用此法）石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）3 .吞咽胶囊将一定剂量的受试化合物装入胶囊内，强制放到动物的舌后咽部强迫动物吞下。主要适用于家兔，猫，狗，羊等较大动物。此种方法剂量准确，尤其适用于易挥发，易水解，友异味的化合物。2.注射染毒.皮下注射 注射时以左手拇指
22、和食指提起皮肤，将连有针头的注射器刺入皮下。注射部位一般在大腿外侧、内侧、背部、耳根部、腹部。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。.皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，将连有针头的注射器紧贴皮肤表层刺人皮内，然后再向上挑起并再稍刺人，即可注射药物，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。.肌内注射 肌内注射应选肌肉发达、没有大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺人肌肉，回抽针拴如
23、无回血，即可进行注射。.腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左或右下腹刺入皮下，使针头向前推进 0.51.0cm，再以 45角穿过腹肌，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，固定针头，缓缓推入药液。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开 lcm 处。.静脉注射 .小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有 3 根， 左右两侧和背侧各 1 根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替),用 75酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，
24、使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行第 页10的角度进针。开始注射时宜少量缓注，如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。如有白色皮丘石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，尽量从尾的末端开始。 一次的注射量为每 10g 体重 0.10.2ml。.兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。注射部位除毛，用 75的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心
25、端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。 推荐最大给药量/染毒容量（ml/kg） （美国药业会，1995）物种 灌胃 静脉注射 腹腔注射 肌肉注射 皮下注射 皮内注射小鼠 20 10 20 0.05/只 20 0.5大鼠 20 5 10 0.1/只 5 0.5豚鼠 20 5 10 0.1/只 5 0.5兔 10 2 4 0.25 1 0.5犬 10 2.5 1 0.25 1 0.5灵长类 1015 22.5 0.5 2 0.53. 呼吸道染毒：有些化合物，常温常压下为气态，或在生产
26、生活中以粉尘、气体、蒸气或雾等状态存在的药物或毒气，需通过呼吸道染毒，目的是研究化合物能否经呼吸道吸入，吸入过程对呼吸道有无损伤及求出 LD50（半数致死浓度）等参数。接触方式有两种：吸入接触：将实验动物置于含有一定浓度的外来化合物的染毒柜或其他容器中，动物自然吸入化合物。静式吸入：将实验动物置于一定体积的密闭容器中，加入一定量的易挥发的液态化合物或一定体积的气态化合物，在容器内形成所需受试物浓度的空气环境。第 页11优点：设备简单，操作方便，消耗少，适用于小型动物。缺点：a.实验期间无氧气补充，容器中氧分压逐渐降低，CO 2分压，温度，湿度逐渐升高，影响毒作用。 石 河 子 大 学 教 案
27、续 页 （ 内 容 与 进 程 ）b.随着染毒时间的延长，染毒柜内化合物浓度渐渐降低，由于动物被毛，排泄物，壁柜等可能会对化合物有一定程度的吸收（吸附） ，故难以维持恒定的浓度。此外，动物的体表暴露在该环境中，若该化合物可经皮吸收，还会造成交叉吸收的情况。动式吸入：指动物置于空气流动的染毒柜中，染毒柜配有新鲜空气补给系统，有受试化合物空气排出的动力系统和随时补充受试物的配气系统，O 2、CO 2分压恒定，温度、湿度恒定，受试物浓度恒定，明显由于静式染毒。优点：符合人类接触化合物的实际情况。缺点：设备复杂，受试物消耗量大，易污染工作环境。气管注入接触：在动物被麻醉的情况下，将已消毒灭菌的受试物（
28、粉尘混选液或液体）注入气管，使之分布在左右肺内。该染毒方式多用于制作急性中毒模型，而不同与急性毒性试验。4. 皮肤染毒：为了鉴定化学物质经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，需采用经皮肤染毒方法。. 斑贴法(家兔)：在脱毛区(一般 lcm2即可)贴敷浸有受试化合物的多层纱布(应低于致死刑量)，再盖上一层油纸或塑料薄膜，贴牢固定。于 1224 小时后解开敷料，用温水清洗皮肤，观察皮肤反应。. 浸尾法(小鼠及大鼠)：目的是定性地判定受试物的经皮吸收作用。染毒前先将鼠放入特制的固定盒内，并使其尾巴通过固定盒底部的软木塞的圆孔露出管外。继之将尾巴通过小试管软木塞小孔，插人装有受试物液体的试
29、管内，浸泡26 小时，观察中毒症状。(八)实验动物生物材料采集和制备动物接触了上述毒物后，如何评价该毒物是否引起了相应靶器官的损害，我们的实验是否达到了预期的效果，故除了观察动物的反映之外，我们还需要采集动物的血液，尿液等体液进行相应的生化检验。根据实验目的的需要我们还要摘取动物相关的脏器，取骨髓，收集各种组织液等。1大鼠、小鼠的采血方法第 页12(1) 剪尾采血：需血量很少时常用本法，如作红、白细胞计数、血红蛋白测定、制作血涂片等可与此法。动物麻醉后，将尾尖剪去约 5mm，从尾部向尾尖部按摩，血即从断端流出。也可用刀割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出。如不麻石 河 子 大 学 教 案 续 页
30、 （ 内 容 与 进 程 ）醉，采血量较小。采血结束后，消毒、止血。用此法每只鼠可采血 10 余次。小鼠可每次采血约 0.1ml，大鼠约 0.4ml。(2) 眼眶后静脉丛采血：穿刺采用一根特制的长 710cm 硬的玻璃取血管,其一端内径为 1 1.5mm，另一端逐渐扩大，细端长约 1cm 即可，将取血管浸入1肝素溶液，干燥后使用。采血时，左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。采血结束后
31、，拔出取血管，放松左手，出血即停止。用本法在短期内可重复采血。小鼠一次可采血 0.20.3ml，大鼠一次可采血 0.51.0ml。(3)颈(股) 静脉或颈(股) 动脉采血：为一次性采血方法,将鼠麻醉，剪去一侧颈部外侧被毛，作颈静脉或颈动脉分离手术,用注射器即可抽出所需血量。大鼠多采用股静脉或股动脉,方法是：大鼠经麻醉后，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，把此静脉剪断或用注射器采血即可，股动脉较深需剥离出，再采血。(4)摘眼球采血：此法常用于鼠类大量采血。采血时,用左手固定动物,压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用镊子或止血钳迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。(5)断头采血：用剪子迅速剪掉动物头部，
32、立即将动物颈朝下，提起动物，血液可流入已准备好的容器中。 (6)心脏采血法：将兔或大、小鼠以仰卧位固定，家兔需在左侧胸 34 肋部位剪毛，常规消毒。于第 34 肋间近胸骨左缘处，手触心博最强部位进针，采血。采血毕迅速拔针，用酒精棉球压迫止血。大、小鼠则在手触心搏最明显处进针。2兔的采血方法(1)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切第 页13口,血液即流出。或直接用注射器进针耳缘静脉采血。本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。(2)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。用左
33、手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。采血所用针头不要太细，一般用 6 号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。(3)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。(4)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘 3mm 处， 针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。实验动物每次
34、(日)采血量不可过多，最大安全采血量见表 3。表 3 动物安全采血量动物品种 最大安全采血量（ml） 最小致死采血量（ml）小鼠 0.1 0.3大鼠 1 2豚鼠 5 10家兔 10 403动物尿液的收集 收集大动物与小动物的尿液，一般使用不同类型的代谢笼。代谢笼主要由备有动物饮水和装饲料的笼体、粪尿分离器和收集尿液容器组成。一般笼体为金属与铁丝制成，如实验要求防止金属污染时，则代谢笼应用玻璃或有机玻璃制作。兔、狗等大动物也可用导尿法收集尿液。为了使收集的实验动物尿液满足试验需要，可在收尿前给动物一定量的水，如大鼠可先行灌胃 15ml 水或腹腔注射生理盐水。(九)实验动物的处死方法1.脊椎脱臼法
35、 左手按住鼠头，右手抓住鼠尾猛力向后拉，使动物颈椎拉断第 页14脱节而立即死亡。此法多用于处死小鼠。2.断头法 操作者用右手按住大鼠或小鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用大剪刀或断头器剪断颈部使之死亡。也可使用断头器。3.急性大失血法 可用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血法使大、小鼠立即死亡(详见动物的采血方法)。石 河 子 大 学 教 案 续 页 （ 内 容 与 进 程 ）4.击打法 右手抓住鼠尾，提起，用力摔打其头部，鼠痉挛后立即死亡。也可用小木锤或器具猛力击打动物头部，使其立即死亡，常用于处死家兔或大鼠。5.麻醉致死法 在密闭容器中预先放入麻醉剂(氯仿或乙醚)，然后将动物放入，密封盖好，
36、使动物吸入过量麻醉剂致死 o6.麻醉后急性放血法 该法多用于处死大鼠。先腹腔注射麻醉动物后，固定动物于仰卧位，左手持镊子提起大腿内侧皮肤，右手用剪刀作一切口并向腹股沟方向剪开皮肤，皮肤切口长约 34 帅。用镊子分离筋膜，于腹股沟中点大腿内侧深部，暴露股动脉和静脉，用剪子剪断股动脉即有大量血液流出，动物迅速死亡。7.空气栓塞法 用注射器向动物静脉内迅速注入一定量的空气，使之形成气柱栓塞血管，引起循环障碍致死。该法适用于大动物，如兔、狗、猴等。使用时注意需注人足够量的空气。8.化学药物致死法 此法适用于较大动物如兔、狗等。方法是给动物静脉注射化学药物而致死。常用 10KCl 或 10甲醛溶液进行静
37、脉注射。9.开放性气胸法 将动物开胸，造成开放性气胸，此时胸膜腔的压力与大气压力相等，肺脏因受大气压缩发生萎缩、纵隔摆动使动物窒息而死。(十)实验动物的解剖检查1解剖方法：动物处死后固定（仰卧）湿润腹部被毛用镊子提起耻骨联合处的被毛剪一小口提起腹部皮肤剪开剪至剑突处作“V”字切口。胸部：剪断胸骨两侧肋骨，暴露胸腔。2内脏的摘出1 一起移出法：从喉头处将气管、食管、血管一起剪断，用止血钳夹住提起，从背脊部和胸腹腔自上而下逐步剥离直至直肠处剪断，将内脏一起摘出。第 页152 逐个移出法：先腹腔后胸腔，脾胃，腹肝肾（腹腔） 。3内脏器官的大体观察颜色，大小，硬度，有无渗出，渗出液的量和性质（浆液性，粘液性，血性，脓性等） 。实验操作：灌胃，注射（尾静脉注射，皮下注射，腹腔注射，肌肉注射） ，处死（颈椎脱臼法） ，解剖动物，摘出脏器，采血。
