1、1实验一 常用实验动物技术介绍目的了解并熟悉实验动物实验操作的基本方法和技术。内容注射方法；麻醉方法；动物编号的方法；采血；动物性别鉴定；动物的致死。学习打结、缝合、固定动物等。播放录像太行山猕猴 、 动物的捉拿和给药途径 。用品大白鼠、小白鼠、蟾蜍、家兔，常用手术器械、注射器、小木锤、大小鼠固定器，戊巴比妥钠，乙醚、士的宁、乙醚、氯仿、氯化钾、一氧化碳、二氧化碳常用实验动物性别鉴定1、大、小鼠的性别鉴定离乳仔鼠性别鉴定主要以生殖器与肛门之间的距离长短及肛门与生殖器有无被毛为标志。识别要点是： 雄性的生殖器与肛门之间的距离较远，雌鼠较近； 雄性的生殖器与肛门之间有毛； 雄性的生殖器突起较雌鼠大
2、； 雌鼠乳头较雄鼠明显。成熟后，雄性可见阴囊,雌性乳头明显而易于区分。2、豚鼠的性别鉴定豚鼠的性别鉴定主要是通过生殖器形态来判断。雌性外生殖器阴蒂突起比较小，用拇指按住阴蒂突起，余指拨开大阴唇的皱褶，可见阴道口呈”V” 形（注意发情间期的闭锁现象，即一种除了发情和分娩时外，关闭阴道口的细胞结构）；雄性外生殖器有包皮覆盖的阴茎小隆起，用拇指按住其基部包皮，可见龟头向外突出。3、兔子的性别鉴定幼兔的性别鉴定主要以尿道开口部与肛门之间的距离及尿道开口部的形状来判别。哺乳期仔兔，雄性尿道开口部与肛门之间的距离较远，为雌性的1.52 倍，雌性较近。雌性尿道开口扁形，大小与肛门同；雄性圆形，略小于肛门。1
3、 月龄仔兔，雄性生殖孔呈圆形，翻出可见呈圆柱体的突起；雌性生殖孔呈 Y 形，翻出仅见有裂缝，裂缝及于肛门。3 月龄以上成年兔，雄性阴囊明显而雌性无阴囊；雄性头大短而圆而雌性头小略呈长形。4、猫的性别鉴定 幼猫的性别是根据生殖器与肛门的距离来判断。距离远者为雄性，距离近者为雌性。5、猴类的性别鉴定 猴类性别的区分较为困难。首先检查尿道开口，许多雌性动物有较大的阴蒂，其腹侧形成沟状通向尿道口，而雄性动物的尿道开口在阴茎头上。触摸阴囊内是否有睾丸是确定其雌雄的最可靠办法。常用实验动物处死大鼠和小鼠的处死方法1、脊椎脱臼法2右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，
4、鼠便立即死亡。2、断头法实验者戴上棉纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。小鼠处死法相同。3、击打法右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤用力击打鼠头部也可致死。4、急性大失血法可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使大小鼠立即死亡。5、化学致死法吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为 0.2-0.5%环境中即可致死。皮下注射士的宁，吸入乙醚、氯仿，均可致死。士的宁注射量，小鼠为0.762.0mg/kg 体重，大鼠 3.0-3.5ml/kg 体重。氯化钾处死大鼠剂量： 25%溶液0.6ml/只静脉注入。实验动物的处死方法很多，
5、应根据动物实验目的、实验动物品种（品系）、以及需要采集标本的部位等因素，选择不同的处死方法。无论采用哪一种方法，都应遵循安乐死的原则。安乐死是指在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物短时间无痛苦地死亡。处死实验动物时应注意，首先要保证实验人员的安全；其次要确认实验动物已经死亡，通过对呼吸、心跳、瞳孔、神经反射等指征的观察，对死亡作出综合判断；再者要注意环保，避免污染环境，还要妥善处理好尸体。 一、颈椎脱臼处死法此法是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手
6、抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。二、断头处死法此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。三、击打头盖骨处死法主要用于豚鼠和兔的处死。操作时抓住实验动物尾部并提起，用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。四、放血处死法此法适用于各种实验动物。具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。犬、猴等大动物应在轻度
7、麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。五、空气栓塞处死法处死兔、猫、犬常用此法。向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心3脏舒张时气泡变大，从而影响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。空气栓塞处死法注入的空气量，猫和兔为 2050ml，犬为 90160ml。六、过量麻醉处死法此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的 30 倍），或让动物吸入过量的乙
8、醚，使实验动物中枢神经经过过度抑制，导致死亡。应用戊巴比妥钠注射麻醉致死。豚鼠可用其麻醉剂量 3 倍以上剂量腹腔注射。猫可采用本药麻醉量的 23 倍药量静脉注射或腹腔内注射。兔可用本药 80100mlkg 的剂量急速注入耳缘静脉内。狗可用本药100mgkg 静脉注射。 七、毒气处死法让实验动物吸入大量 CO2 等气体而中毒死亡。吸入二氧化碳，此法安全、人道、迅速，被认为是处理啮齿类的理想方法，国外现多采用此法。可将多只动物同时置入一个大箱或塑料袋内，然后充入 CO2，动物在充满 CO2 的容器内 l3min 内死去。人类为什么总拿小白鼠做实验？原因一： 老鼠中的小白鼠的基因序列和人类的差不多，
9、一些医学的科研和临床实验都是有小白鼠来完成的。当中以小白鼠做遗传学实验很好，因为它的全基因组和人类的相似度极高，很多人类难以治愈的疾病可以在小白鼠身上找到相似性状，从而加以实验发现治病基因。 原因二： 实验专用白鼠的生物学意义较大，纯系小鼠的培育方法经过百年探索已经形成固定流程，培育出的小鼠几乎完全没有个体差异(生理上)，而在一般的自然种群中,同种动物间的个体差异是很大的(尽管外表相同 )，主要表现在先天的身体素质上。 生理上没有个体差异是否意味着气质上没有差异尚不明了，不过选择纯系实验白鼠主要还是为了尽可能的减少先天的个体差异。 原因三： 数量充足，许多实验需要统计学分析，这就要求一定的数量
10、，大白鼠和小白鼠，特别是小白鼠，在人工繁殖条件下，能满足这一要求。种系纯，好的实验要对实验动物的品种严格控制，这用小白鼠就容易解决。 还有动物等级，小白鼠好歹也是哺乳动物，除了体形小，与其它哺乳动物的进化水平相比并不差。体形小反而成为人工繁殖喂养的有利条件。 原因四： 其实很多实验用猩猩等与人更近似的动物做最好，但使用猩猩太昂贵了。许多实验，比如认知类的，实验结束后时需要将动物杀死，来检查其内部变化的。这样，大量的实验肯定就不能用比较“贵重”的猩猩了。实验二、常用实验动物采血、血细胞计数1、小白鼠的采血目的：了解并熟悉小白鼠的采血方法；掌握小白鼠眼眶后静脉丛采血。用品: 二甲苯棉球、1%肝素溶
11、液、1%可卡因、乙醚、刀片、无钩弯镊子、弯止4血钳、微量采血针、剪刀、剪毛剪、锋利刀片、注射器。内容：1、剪尾采血：需血量少时可用此方法。将动物固定，显露尾部，将尾尖剪去约 5mm，从尾根部向尾端部按摩，血即从断端流出。若用二甲苯棉球涂擦尾部或事先将鼠尾浸在 45水中数分钟，使尾部血管充盈，可采到较多的血，但注意二甲苯可致溶血。也可用锋利刀片割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出，采血后，消毒，止血。如将动物麻醉取血量可更多些。小鼠每次采血约 0.1ml，大鼠约 0.4 ml。为了多次反复取血应尽量从鼠尾末端开始。 2、摘眼球采血：此法常用于鼠类大量采血。用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，
12、右手用无钩弯镊子或弯止血钳迅速摘除眼球，立即将鼠倒置，头朝下，眼眶内很快流出血液。一般只适用于一次采血。大部动物采血后可以存活，可采另一侧眼球取血。 3、眼眶后静脉丛采血：用 710cm 长的微量采血针。将取血管浸入 1%肝素溶液，干燥后使用。采血时，左手拇指和食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并用中指配合，轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。可用少量 1%可卡因滴入动物眼内，使眼部局部麻醉。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，小鼠刺入约 23mm，大鼠刺入约 45 mm，当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入
13、取血管中，采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。用本法短期内可重复采血。小鼠一次可采血 0.20.3 ml，大鼠一次可采 0.50.1ml。4、颈静脉或颈动脉采血：将鼠麻醉，剪去一侧颈部外侧被毛，作颈静脉或颈动脉分离手术，用注射器即可抽出所需血量。也可插入导管，反复采血。 5、断头采血：操作者左手拇指和食指握住鼠颈部，头朝下，用利剪在头颈间 1/2 处迅速剪动物头部，提起动物，血液即可流入准备好的容器中。 6、心脏采血：将动物麻醉，使其仰位固定，剪去胸前区毛，消毒皮肤，在左侧第 34 肋间选择心博最强处穿刺，血液借心脏跳动的力量进入注射器。亦可在动物麻醉后，切开动物胸腔，直视心脏内抽血
14、或剪破心脏，直接用注射器、吸管等吸血。 2、豚鼠的采血目的了解并熟悉豚鼠的采血方法；用品刀片、注射器、消毒干棉球、75%酒精棉球、20%的柠檬酸钠溶液、纱布、脱脂棉。方法与步骤：1、耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒，用刀片割破耳缘，在切口边缘涂上 20%的柠檬酸钠溶液，防止血凝，则血可自切口处流出。此法采血每次可采 0.5ml左右。 2、背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出背中足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。采血后用纱布或脱脂棉压迫止血。 3、心脏采血：选心跳最明显的部位把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头
15、应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。 53、家兔的采血目的了解并熟悉家兔的采血方法；掌握家兔的耳缘静脉采血方法。用品常用手术器械、玻璃取血管、计数板、注射器、显微镜。内容1、耳缘静脉采血：将兔固定，拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳，使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端，血液即流出。本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。 2、耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。采血所用针头不要太细，一般
16、用 6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。 3、颈静脉采血：将家兔麻醉，剪去一侧颈部外侧被毛，作颈静脉或颈动脉分离手术，用注射器即可抽出所需血量。也可插入导管，反复采血。 4、心脏采血：穿刺部位在第三肋间胸骨左缘 1mm 处，选心跳最明显的部位把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。4、小白鼠 RBC、WBC 计数目的1、复习小白鼠眼眶后静脉丛采血；2、学习微量采血法和红、白细胞计数法。原理用加有抗凝剂的溶液将定量的血液稀释，滴入血细胞计数室内，于显微镜下计数，求出一定容积的稀释血液中的 RBC、WBC 数，再将其换算成 1
17、L 血液中的 RBC、WBC 个数。用品血细胞计数板、计数器、显微镜、微量吸血管、酒精棉球、消毒脱脂棉球、RBC 稀释液（0.9%NaCl 溶液）或 RBC 稀释液：NaCl（维持渗透压）0.5g，Na 2SO4（使溶液比重增加，红细胞均匀分布不易下沉）2.5g，HgCl 2（固定红细胞并防腐）0.25g，蒸馏水加至 100ml。 WBC 稀释液，其成分为：冰醋酸 1ml（破坏红细胞） ，1%龙胆紫 1ml（染白细胞核，便于计数） ，加蒸馏水至 100ml。方法与步骤1、熟悉血细胞计数板和微量吸血管的构造（1）计数板是一块厚厚的长方形玻璃板，板的中部有四条直槽，内侧两槽中间有一条横槽，把中部隔
18、成两个长方型的平台。此平台比整个玻璃板的平台低 0.1mm，当放上盖玻片后，平台与盖玻片之间的高度为 0.1mm,平台中部有3mm3mm 精确划分的 9 个大方格，称为计数室,每个大方格的面积为1mm1mm=1mm2, 体积为 0.1mm3。中央的大方格则由双线精确划分为 25 个中方格，每个中方格的面积为 0.2mm0.2mm=0.04mm2,体积为 0.004mm3,每个中方格又用单线精确划分成 16 个小方格。适用于 RBC 计数。6（2）微量吸血管 一次性玻璃细管，以防交叉感染。该管长 12cm，在4.5cm 处和 9cm 处各有一定量标记，分别 10l 和 20l。在 11cm 处有
19、一色标，为连结橡胶吸头的标记。2、微量采血和稀释（1）先准确吸取 3.98mlRBC 稀释液于一洁净的试管内。（2）手持微量吸血管，将其管口浸入血滴，缓缓吸入血液至 20l 处，如吸入血液稍过量，可用手指或干棉球轻触管口，缓缓转动，可使血液吸出，至恰好与刻度相符。用干棉球将管口外面的血液擦拭干净。将血液加入到准备好的 RBC 稀释液中。注意，应将采血管垂直插入稀释液底部，缓缓挤出血液使之不扩散，轻吸上清液再挤出，使血液完全转入到试管中。（3）将血液和稀释液混匀。3、充液取洁净计数板及盖玻片，将盖玻片平放在计数板的计数室上。用干净吸血管或小吸管吸少量混匀的 RBC 稀释液，然后将管口斜置于盖玻片
20、边缘的计数板毛玻璃斜面上，挤出少量稀释液，此时液体即由于毛细管作用而进入计数室内。但须注意，如果计数室内留有气泡或稀释液过多以致溢出室外的凹沟中，都应该洗去，再重新充液。4、计数 充液后应让计数板静置 8min，待 RBC 充分下沉后方可进行计数。先在低倍显微镜下观察 RBC 分布是否均匀，如果分布很不均匀，应洗去重做。在低倍镜下找到中央大方格，看清其横、竖线后即可用高倍镜来计数。显微镜的光圈应缩小并降低聚光器使得视野较暗，这样 RBC 的轮廓可更清楚些。通常选择中央大方格四角的 4 个中格和中央的 1 个中格来计数。计数为了防止遗漏，应按一定的顺序：即第一行先从左向右数到最后一格，下一行则从
21、右向左数，以此类推。对于分布在双线上的 RBC，则可计数左侧和上方线上的 RBC，即按照“数上不数下，数左不数右”的原则。计数时应将每个中格的 RBC 数记录下来，若发现各中格之间的 RBC 数相差超过 15 个时，表示其分布不均匀，应将计数室洗净，重新摇匀吸管中的稀释血液，再充液进行计数。5、计算RBC 的稀释倍数为 200 倍：（0.02ml+3.98ml）/0.02ml=200计数室 5 个中格的总容积为 0.02mm3，设 5 个中格 RBC 总数为 X，则 1mm3稀释液 RBC 总数为 X50 个。由此可知，每毫升血液中实际 RBC 数目：X50200 个，即 10000X，再乘以
22、 106得出每升血液中的 RBC 数。WBC 基本与 RBC 相同，不同之处：1、WBC 稀释液，其成分为：冰醋酸 1ml（破坏红细胞） ，1%龙胆紫 1ml（染白细胞核，便于计数） ，加蒸馏水至 100ml。2、计数板四角的四个大方格又各分为 16 个中方格，适用于 WBC 计数。3、吸取 WBC 稀释液为 0.38ml，血液稀释了 20 倍。4、在计数 WBC 时，计数四角的 4 个大方格中的 WBC 总数。其总容积为0.4mm3,换算成每升血液中的 WBC 数时，4 个大方格内 WBC 数2.520106=WBC 数/L。5、计数时，如发现大方格之间的 WBC 数相差超过 10 个时，表
23、示 WBC 分布不均匀，应重新充液计数。思考题：71、在实际操作中，你认为哪种采血方法效果好？为什么？2、小结在操作过程中，哪些因素可能影响计数的准确性？实验三、常用实验动物的给药、胰岛素惊厥1、小白鼠的给药目的：1、了解并熟悉小白鼠、豚鼠、家兔的给药方法；2、掌握小白鼠的皮下注射、腹腔注射。3、了解胰岛素调节血糖水平的机能。用品：小鼠专用灌胃针、注射器、75%酒精棉球。内容： 1灌胃给药 小鼠专用灌胃针由注射器和喂管组成，喂管长约 1nm，喂管尖端焊有一金属小圆球，金属球中空，用途是防止喂管插入时造成损伤。金属球弯成 20 度角，以适应口腔与食道之间弯曲。将喂管插头紧紧连接在注射器的接口上，
24、吸入定量的药液；左手捉住小鼠，右手拿起准备好的注射器。将喂管针头尖端防放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小鼠的胃，插入深度约 3cm。用中指与拇指捏住针筒，食指按着针竿的头慢慢往下压，即可将注射器忠的药液灌入小鼠的胃中。在插入过程中如遇到阻力或可看见 1/3 的针管，则江喂管取出重新插入，因为这时灌胃并没有插入胃中。 2注射给药 （1）皮下注射给药 皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已
25、刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。注射量约为 0.1-0.3ml/10g 体重。 （2）皮内注射给药 是将药液注入皮肤的表皮和真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接 4.5 针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/次。 （3）肌肉注射给药 小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注
26、射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时 1 人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的 1 条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈 60角迅速插入 1/4，注入药液。用药量：不超过 0.1ml/10g 体重。 (4)静脉注射给药 将小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴，用左手抓住小鼠尾巴中部，小鼠的尾部有 2 条动脉和 3 条静脉，2 条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面，3 条静脉呈品字型分布，一般采用左右两侧的静脉。拔去沿尾8部静脉走向的毛，置尾巴于 45-50温水中浸泡几分钟或用 75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的。当
27、尾部静脉注射时,以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻，使静脉更为充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾巴的末梢，右手持 4 号针头注射器，使针头与静脉平行(小于 30角) ，从尾巴的下 1/4 处进针，开始注入药物时应缓慢，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，可正式注入药物。有的实验需连日反复尾静脉注射给药，注射部位应尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动，更换血管位置注射给药。注射量为 0.05-0.1ml/10g 体重。拔出针头后，用拇指按住注射部位轻压 1-2min，防止出血。 （5）腹腔注射 左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部近腹白
28、线的两侧进行穿刺，针头刺入皮肤后进针 3nm 左右，接着使注射针头与皮肤呈 45角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。注射量为 0.1-0.2ml/10g 体重。 2、豚鼠的给药1）皮下注射给药 皮下注射部位取颈背、腋下、侧腹或豚鼠后大腿的内侧，注射时以左手拇指和食指提起豚鼠皮肤，将连有 5（1/2 ）号针头的注射器刺入皮下。2）肌肉注射给药 选用大腿外侧肌肉进行注射。操作时 1 人保定豚鼠，另一人用左手抓住豚鼠的 1 条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈 60角迅速插入 1/4，注入药液
29、。用药量：不超过 0.1ml/10g 体重。3、家兔的给药1）静脉注射 兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连 6 号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。2）皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有 5（1/2 ）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白
30、鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。3）肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。4）腹腔注射 用家兔做实验时，进针部位为下腹部的腹白线离开 1cm 处。小白鼠胰岛素惊厥基本原理胰岛素是调节机体血糖的激素之一，当体内胰岛素含量增高时，便引起血糖下降，动物出现惊厥现象。动物与器材小白鼠数只、1ml 注射器、鼠笼、胰岛素溶液（2/ml） 、50%葡萄糖溶液、酸性生理盐水。9方法与步骤1取 4 只小白鼠称重后，分实验组和对照组，每组 2 只。2给实验组动物腹腔注射胰岛素溶液（0.1ml/10g 体重） 。3给对照组动物
31、腹腔注射等量的酸性生理盐水。4将两组动物都放在 3037的环境中，并记下时间，注意观察并比较两组动物的神态、姿势及活动情况。5当动物出现角弓反张、乱滚等惊厥反应时，记下时间，并立即皮下注射葡萄糖溶液（0.1ml/10g 体重） 。6比较对照组动物、注射葡萄糖的动物、以及出现惊厥而未经抢救的动物的活动情况，并分析所得的结果。注意事项1动物在实验前必须饥饿 1824h。2一定要用 pH2.53.5 的酸性生理盐水配制胰岛素溶液。因为胰岛素在酸性环境中才有效应。3酸性生理盐水的配制将 10ml0.1mol/LHCl 加入 300ml 生理盐水中，调整其 pH 值在 2.53.5，如果偏碱，可加入同样
32、浓度的盐酸调整。4注射了胰岛素的动物最好放在 3037环境中保温，夏天可为室温，冬天则应高些，可到 3637。因温度过低，反应出现较慢。思考题试分析糖尿病产生的原因及治疗方法。实验四、实验动物的全身麻醉、损毁小白鼠小脑的效应1、实验动物的全身麻醉目的：了解影响实验动物麻醉的因素；了解并熟悉实验动物的麻醉方法；掌握大、小白鼠的吸入麻醉法。原理：麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。全身麻醉方法：麻醉药经呼吸道吸入或静脉、肌肉注射，产生中枢神经系统抑制，呈现神志消失，全身不感疼痛，肌肉松弛和反射抑制
33、等现象，这种方法称全身麻醉。其特点为抑制深浅与药物在血液内的浓度有关，当麻醉药从体内排出或在体内代谢破坏后，动物逐渐清醒，不留后遗症。用品：注射器、乙醚、戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯、内容：实验动物的麻醉是一项复杂系统的工作。正确的麻醉处理，是动物实验成功的有力保障。而麻醉处理不当，会给实验结果带来难以分析的误差。要想获得良好的麻醉效果，除掌握实验动物麻醉的基本知识和技术、遵循科学的麻醉程序外，还应了解影响实验动物麻醉的各种因素，如动物因素、环境因素等。1、动物因素1、年龄和体重10动物对药物的反应随年龄的不同而有差异。有人将大鼠、小鼠按年龄分成幼年、成年和老年 3 组，观察年龄对乙醇、
34、戊烷和二氯乙烷等急性毒性的影响。按 LD50 及麻醉浓度观察，敏感性显示为幼年成年老年。体重小的动物每单位体重的基础代谢率较大动物高，因此，动物越小，每单位体重所需的麻醉药剂量越大。一些慢性实验，观察时间较长，可选择年幼、体重较小的动物做实验。2、性别实验证明，不同性别的动物对同一药物的敏感性不同，对各种刺激的反应也不尽一致，雌性动物性周期不同阶段和怀孕、授乳时的机体反应性有较大的改变，因此，一般情况优先选雄性动物或雌雄各半做实验。3、生理和健康状况体瘦、肌肉发达的动物较脂肪多的动物所需麻醉药量大，这是因为相对非代谢组织，其基础代谢率较低。活动可增加代谢率，因此，好动的动物所需的麻醉量大。身体
35、状况差的动物，所需麻醉药量小耐受性降低。易发生中毒现象。4、动物饲养保证足够的营养供应是维持动物健康的重要因素，其中饲料对动物的关系更为密切。动物的生长、发育、繁殖、抵御疾病的能力及一切生命活动都依赖于营养丰富的饲料。动物在麻醉之前一周应提前到位，给于精心的饲养管理，使其处于良好的健康状态。2、环境因素1、温度在一定范围内，温度缓慢的变化，机体可以进行自动调节与之相适应。但变化莫测过大或过急，对机体将产生行为和生理等不良影响。因此，实验环境温度过高或过低都能导致机体抵抗力下降，对麻醉药物的敏感性升高，易发生中毒现象。因此影响麻醉效果。2、湿度；3、空气的流速和清洁度方法：1. 吸入麻醉法 麻醉
36、药以蒸气或气体状态经呼吸道吸入而产生麻醉者，称吸入麻醉，常用乙醚作麻醉药。吸入法对多数动物有良好的麻醉效果，其优点是易于调节麻醉的深度和较快的终止麻醉，缺点是中、小型动物较适用，对大型动物如狗的吸入麻醉操作复杂，通常不用。具体方法是：使用乙醚麻醉兔及大小鼠时，可将动物放入玻璃麻醉箱内，把装有浸润乙醚棉球的小烧杯放入麻醉箱，然后观察动物。开始动物自主活动，不久动物出现异常兴奋，不停地挣扎，随后排出大小便。渐渐地动物由兴奋转为抑制，倒下不动，呼吸变慢。如动物四肢紧张度明显减低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，则表示动物已进入麻醉，可行手术和操作。在实验过程中应随时观察动物的变化，必要时把乙醚烧杯放在动
37、物鼻部，以维持麻醉的时间与深度。2. 注射麻醉法 常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉。狗、兔等动物既可腹腔注射给药，也可静脉注射给药。在麻醉兴奋期出现时，动物挣扎不安，为防止注射针滑脱，常用吸入麻醉法进行诱导，待动物安静后再行腹腔或静脉穿刺给药麻醉。11在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的三分之二，密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制延脑呼吸中枢导致动物死亡。注意事项1、麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不同，而且体重与所需剂量的关系也并不是绝对成正比的。一般说
38、，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随时检查动物的反应情况，尤其是采用静脉注射，绝不可将按体重计算出的用量匆忙进行注射。2、动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。3、静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。配制的药液浓度要适中不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。4、作慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。思考题小结在操作过程中，哪些因素可能影响实验动物麻醉效果？常用的麻醉剂 动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。
39、1.挥发性麻醉剂 这类麻药包括乙醚、氯仿等。乙醚是常用的吸入麻醉剂，乙醚挥发性很强，有特殊的气味，为易燃品，适用于各种动物（鸡除外） ，乙醚的作用是抑制中枢神经系统。其特点是安全范围大，肌肉能完全松弛，对肝和肾的毒性较小，麻醉的诱导期和苏醒较短，动物麻醉深度容易掌握，而且麻醉后苏醒较快。其副作用是对呼吸道和结膜刺激性强，胃肠道反应增高，局部刺激作用大，可引起上呼吸道黏膜液体分泌增多，易发生呼吸道阻塞，使用时应小心。2.非挥发性麻醉剂 这类麻醉剂种类较多，包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，氨基酸乙脂和水合氯醛。这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平稳
40、，动物无明显挣扎现象。但缺点是苏醒较慢。 （1）戊巴比妥钠：为中效巴比妥类药物。戊巴比妥钠，是常用的麻醉剂，有兽用、人兽共用的产品，使用时应注意药品质量。 （2）硫喷妥钠：硫喷妥钠为超速效巴比妥类药物，为淡黄色粉末，有硫臭，易吸水，装在安瓶中保存。其水溶液不稳定，故必须临时配制，常配浓度为 1%5%，在 04冰箱中保存，置 7 天之内，其分解甚微；在室温中则只能保存 24h。如见溶液色呈深黄、混浊，即表12示已分解，不能使用。该药麻醉诱导和苏醒时间短，一次用药仅可维持数分钟。因此，一般用作为诱导麻醉或基础麻醉。其副作用：对呼吸系统有明显的抑制作用，不宜与吗啡合用。 （3）氯胺酮：为中效巴比妥药
41、物，常用其盐酸盐。静脉或肌肉给药后，很快起到麻醉作用，但维持时间较短，一般仅1020min。为了延长时间，可重复给药。其副作用是心率加快，血压升高，有时还可引起动物呕吐等。 （4）水合氯醛：此药为无色透明棱状结晶，有穿透性的臭气及腐蚀性苦味。其溶解度较小，常配浓度为 510。配制后的溶液易沉淀，用时先在水浴锅中适量加热，促其融解。作用特点与巴比妥类药物相似，似一种安全有效的镇静催眠药，能起到全身麻醉作用，其麻醉量与中毒量很接近，故安全范围小，使用时应注意。其副作用为对皮肤和粘膜有较强的刺激作用。 （5）氨基甲酸乙酯（乌拉坦）：此药是比较温和的麻醉药，安全度大。多数实验动物都可使用，更使用于小动
42、物。一般用作基础麻醉，如实验全部过程都用此药麻醉时，动物保温尤为重要。使用时常配成 20%25%水溶液，犬、猫、兔直肠灌注 1.5g/kg 体重；皮下、静脉、腹腔注射 0.751g/kg 体重。当与水合氯醛按 1：1 比例合并麻醉时，效果更好。但在作静脉注射时必须溶在生理盐水中，配成 5%或 10%的溶液，即每千克体重注射 1020ml。蛙类：2g/kg 体重，由背部淋巴囊注射。鸟类：1.25g/kg体重，由肌肉注入。鼠：1.52g/kg 体重，由腹腔注射。 （6）异戊巴比妥钠：常配成 510的水溶液，作用和戊巴比妥钠相似。使用剂量和方法：犬、猫、兔腹腔和肌肉注射 80100mg/kg 体重；
43、静脉注射 4050mg/kg 体重；直肠灌注 100mg/kg 体重。鼠：腹腔注射 100mg/kg 体重。3.中药麻醉剂 动物实验时有时也用到象洋金花和氢溴酸东莨菪菅碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳定，而且常需加佐剂麻醉效果才能理想，故在使用过程中不能得及普及，因而，多数实验室不选用这类麻醉剂进行麻醉。2、豚鼠的局部麻醉目的1、了解并熟悉豚鼠的局部麻醉方法2、掌握局部浸润麻醉方法。用品刀片、注射器、消毒干棉球、75%酒精棉球、普鲁卡因、利多卡因。原理 13用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导，产生局部性的麻醉区，称为局部麻醉。其特点是动物保持清醒，对重要器官功能干
44、扰轻微，麻醉并发症少，是一种比较安全的麻醉方法。适用于大中型动物各种短时间内的实验。豚鼠对麻醉药物很敏感。内容1. 表面麻醉 利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞表面的神经末梢，称表面麻醉。在口腔及鼻腔粘膜、眼结膜、尿道等部位手术时，常把麻醉药涂敷、滴入、喷于表面上，或尿道灌注给药，使之麻醉。2. 局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射麻醉药，靠药液的张力弥散，浸入组织,麻醉感觉神经末梢，称局部浸润麻醉。常用药为普鲁卡因。在施行局部浸润麻醉时，先固定好动物，用 0.51盐酸普鲁卡因皮内注射，使局部皮肤表面呈现一桔皮样隆起，称皮丘，然后从皮丘进针，向皮下分层注射，在扩大浸润范围时，针尖应从已浸
45、润过的部位刺入，直至要求麻醉区域的皮肤都浸润为止。每次注射时，必须先抽注射器，以免将麻醉药注入血管内引起中毒反应。3. 区域阻滞麻醉：在手术区四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心传导,称区域阻断麻醉。常用药为普鲁卡因。4. 神经干(丛)阻滞麻醉：在神经干(丛)的周围注射麻醉药，阻滞其传导,使其所支配的区域无疼痛，称神经干(丛)阻滞麻醉。常用药为利多卡因。3、损毁小白鼠小脑的效应目的：1、掌握小白鼠的麻醉方法；2、了解小脑的机能。基本原理小脑具有维持身体平衡，调节肌紧张和协调肌肉运动等机能。当小脑损伤后，随着破坏程度的不同，可表现出不同程度的肌紧张失调及平衡失调。动物与器材小白鼠、常用手术器械、大
46、头针、麻醉口罩、乙醚、棉花。方法与步骤1用乙醚麻醉小鼠（注意仔细观察呼吸，若呼吸变慢时则表示动物已麻醉）。2自头顶部至耳后沿正中线剪开皮肤，将颈肌向下剥离。透过透明的颅骨即可看清小脑的位置（图 9-6）用大头针刺穿颅骨，直达小脑（23mm），搅毁该侧小脑（注意不可深刺，以免损伤脑干）。3待小鼠清醒后，可见其向一侧旋转或翻滚。如损伤较轻，小鼠向健侧旋转；当损伤重时，则向损伤侧翻滚。4将实验用完的小鼠拉断颈椎处死后弃之。思考题根据实验结果说明小脑的生理机能。实验五、家兔的热原实验目的1、练习家兔的各种注射方法；142、了解家兔热源反应的基本原理。原理家兔体温变化十分灵敏，最易产生发热反应，发热反应
47、典型、恒定，因此常选用家兔进行这方面的研究。方法与步骤 1、用体温计测量实验前家兔的正常体温。2、 采用以下方法进行热源实验：给家兔静脉注射伤寒一副伤寒四联菌苗0.52.0ml/kg，菌苗含量应不低于 100 亿/ml；皮下注射 2%二硝基酚溶液（30毫克）1520 分钟后开始发热；肌注 10%蛋白胨 1.0g/Kg；皮下注射消毒脱脂牛奶 35ml。3、一至两小时后，用体温计再次测量家兔的体温，看其有何变化。思考题在热源实验操作过程中，你认为应注意哪些方面？实验六、动物体内常见寄生虫卵检查目的1、学习常见实验动物虫卵标本的采集和检查方法。2、学会对不同虫卵进行鉴定。用品大鼠、小鼠、猕猴的粪便、
48、示范片、盖玻片、载玻片、目镜测微尺、物镜测微尺方法1、直接涂片法包括粪便、血液、肠内容物等直接涂片检查。取一载玻片,在其上加一滴生理盐水,取少许粪便或肠内容物与生理盐水混匀后于显微镜下观察。血液可直接滴于载玻片上，制成涂片，加盖玻片观察。2、虫卵收集法a.沉淀集卵法:取粪便加适量清水,混匀后过滤,重复数次至液体清亮为止,静止沉淀十分钟后,取底部沉淀物作镜检。此法适于检查血吸虫卵。b.饱和盐水漂浮法:利用虫卵的比重小于饱和盐水的原理,使线虫卵和几种绦虫卵或包囊漂浮于液面上,提高检查效果。实验步骤和内容：1、自然感染蠕虫的调查取猕猴粪便在盛有生理盐水的培养皿中漂洗,直接查找寄生虫虫体和虫卵,根据虫
49、体和虫卵的形态,签别虫种。2、直接涂片法或沉淀集卵法检查寄生虫卵。3、观察蛔虫、蛲虫、绦虫和血吸虫卵标本装片。注意:观察各种虫卵的大小、形状、颜色、卵膜结构等以及各种虫卵的特征A、蛔虫卵 (线虫纲一虫体线形或长圆柱形,雌雄异体)受精卵为椭圆形,大小约 40-60 微米(35-5045-76),卵壳的表面有一层凸凹不平的蛋白质膜,被胆汁染成棕黄色,整个虫卵呈棕黄色。卵壳厚而透明。卵内有一近圆形的卵细胞。未受精卵多为长椭圆形,大小约 40 一 60 微米(39-4088-94),卵壳与蛋白质膜较薄,卵内充满大小不等的屈光颗粒。15无论受精卵和未受精卵其蛋白质膜有时缺失,无蛋白质膜的受精卵是无色透明,请注意与其它虫卵的区别。B、蛲虫(线虫纲：虫体细小,乳白色,似一白色线头。)虫卵为椭圆形,两侧不对称,一侧扁平,一侧稍凸。大小约 25-55 微米(20-3050-60),卵壳较厚,无色透明,内含幼虫。C、绦虫(绦虫纲：腹背扁平、带状、分节,雌雄同体,常见的有链状带绦虫。)虫卵近球形,较小,大小约 45-70 微米,虫卵自孕节排出时卵壳己脱落,镜下所见是具胚膜的六钩蚴,胚膜较厚,棕黄色有放射状的条纹。D、血吸
