1、动物体液采集(一)实验动物尿液的采集实验动物尿液的采集可分为自然排尿收集法和强制排尿收集法。1. 大鼠、小鼠、沙鼠的尿液收集(1)自然排尿法通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收集尿液。收集时将大鼠、小鼠、沙鼠装入特制的代谢笼里，笼下放置洁净、干燥的玻璃粪尿分离漏斗，将漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个 150200ml 集尿容器，按试验要求定时收集、量取一定时段的尿液，供进一步实验用。我们还可根据采尿目的来选择不同的代谢笼，也可根据不同的采尿目的对代谢笼进行适当的改良。(2)强制排尿法将大鼠、小鼠、沙鼠固定好后，按压骶骨两侧的腰背部或者轻轻压迫膀胱的体表部位，使其排尿后，将尿液收集到预先准备好
2、的平皿或铝箔容器中。2. 豚鼠尿液的收集（1）自然排尿法：使用大鼠或家兔用的代谢笼收集。（2）强制排尿法：同大鼠、小鼠、沙鼠的收集法。3. 家兔尿液的收集(1)自然排尿法也称留尿法，通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收家兔尿液。收集时将家兔置于兔代谢笼里，笼下放置玻璃的粪尿分离漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个较大集尿容器收集尿液。或在通常使用的饲养笼下放置收集尿液的容器（金属网或采尿盒等）。(2)强制排尿法：包括逼尿法和导尿法（1）逼尿法是一人把家兔抱住，另一人右手由家兔腹腔向下逐渐用力压迫膀胱，逼出尿液。（2）导尿法则是把家兔仰卧固定于手术台上，先在尿道口周围常规消毒，左手将尿道口充分暴露
3、，且固定之，右手握幼儿导尿管（尖部涂一层凡士林或甘油），顺尿道往里送入，一旦导尿管进入膀胱腔，即见尿液流出，有时无尿流出，可将导尿管适当上下左右转动，见尿流出为此。采集雄性动物时，用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下拽，暴露龟头的龟裂，使尿道口张开，缓慢将导尿管从外尿道口插入，在尿道括约肌部有少许抵抗感。不要强行插入，轻轻地向膀胱部导入，尿自然导出。采集雌性动物时，外尿道口在阴道前庭的里面，从外面看不到，沿着阴道腹侧的阴蒂在阴道前庭腹侧壁将导尿管的尖端插入，也可以插入尿道口，此后方法同雄性动物。4. 犬尿液的收集(1)托盘法收集尿液待犬下午进食完毕后，撤去饲料关闭饮用水，换上干净无水的笼底
4、托盘。次日晨用吸管吸取托盘中的尿液约 1mL，放入 5ml 的一次性离心管中。(2)收集管法收集尿液收集尿液前，收去残留的饲料，关闭饮用水，将笼底板冲洗干净，在盘后放置特制尿液收集管，约 4 小时后取下尿液收集管，将尿液倒入实验容器中根据需要取用。(二)实验动物血液的采集实验动物的采血方法很多，按采血部位不同可分为尾部采血、耳部采血、眼部采血、心脏采血、大血管采血等。选择什么部位与采用何种实验方法，需要根据实验动物种类、检测目的、试验方法而定。一般而言，实验动物血液的总量为 55-77mL/kg，单次动物采血量一般应低于实验动物总血量的 15%，常见实验动物的采血部位及采血量见表 4-2-14
5、。 表 4-2-14 实验动物常见采血部位及采血量部位 采血量 采血前置小鼠 大鼠部分采血 尾静脉 0.03-0.05 0.30-0.50麻醉或不麻醉均可尾动脉 0.10-0.30 0.50-1.00足背中静脉 0.10-0.30眼眶静脉丛 0.05-0.10 0.5-1.00.50-0.80 3.00-5.00全采血 颈静脉 0.50-1.00 3.00-5.00 麻醉手术颈动脉 0.50-1.00 麻醉手术断头 0.50-1.00 5.00-10.00 麻醉手术心脏 0.50-0.80 3.00-5.00 麻醉手术后大静脉 0.50-1.00 2.00-4.00 麻醉手术腹大动脉 5.00
6、-8.00 麻醉手术股静脉 麻醉手术股动脉 麻醉手术部位 采血量 采血前置豚鼠 家兔部分采血 耳动脉 0.50 5.00-10.00耳静脉 0.50 2.00-5.00全采血 颈静脉 麻醉手术颈动脉 80.00-120.00 麻醉手术断头 麻醉手术心脏 5.00-10.00 80.00-100.00 麻醉手术后大静脉 3.00-5.00 麻醉手术腹大动脉 麻醉手术股静脉 麻醉手术颈静脉 3.00-5.00 麻醉手术引自：中国协和医科大学主编“实验动物技术与管理”（内部教材）421. 大鼠、小鼠断头采血（1）准备好试管并编号，置试管架内。根据实验需要可选用 1%肝素钠溶液 0.1ml 或 0.2
7、%乙二胺四乙酸二钠(EDTA-Na)0.1ml 作抗凝剂。（2）戴上棉纱手套，用左手拇指和食指捉持鼠头部，以手掌握住动物的身体及双前肢，抓牢动物将鼠颈部朝下。（3）右手持剪刀果断剪断鼠颈，使血液滴入事先准备好的试管内。2. 大鼠、小鼠断尾采血（1）准备离心管并编号，置试管架中，如需要抗凝剂可选用 1%肝素钠溶液或 0.2%乙二胺四乙酸二钠(EDTA-Na)，按相应的 SOP 进行处理。（2）将动物装入鼠筒内固定，露出鼠尾。（3）用酒精棉球涂擦鼠尾，或用温水（4550）加温鼠尾，使鼠尾静脉充分充血后搽干。（4）用剪刀剪去尾尖（大鼠 510mm，小鼠 35mm ）。（5）从尾根部向尖端按摩，血自尾
8、尖流出，用试管接住。（6）取完血后，用电烧灼器灼鼠尾止血。3. 大鼠、小鼠颈动脉采血（1）按相应实验要求准备好试管或离心管。（2）将已麻醉的大鼠仰卧放在操作台上或固定于鼠固定板上。（3）剪去颈部皮肤。（4）按相应的 SOP 作颈动脉分离术，使颈动脉暴露。（5）用眼科镊子挑起颈动脉，分离固定后，用手术剪剪断血管，然后一手拿住鼠头，另手握住鼠身，将聚集在鼠颈部的血液倒入离心管中，或用洁净、干燥的无针头注射器吸取流出的血液。（6）也可以真空采血针管刺入向心段动脉，吸出所需量血液。4. 大鼠、小鼠眼眶后静脉丛采血（1）外购抗凝或不抗凝的硬质毛细玻璃定量采血管（0.5mm 到 1.0mm）。（2）按相应
9、的 SOP 抓取并将鼠放在鼠笼面边缘，左手抓住鼠耳和头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫头部两侧，使头部静脉血液回流困难，眼球充分外突。（3）右手持定量采血毛细玻璃管，将其尖端插入眼脸和眼球内眦之间，轻轻向眼底部分移动（深约 45mm 到达眼眶静丛）。（4）血液自然进入吸管内，在得到所需的血量后，除去颈部压力，同时抽出吸管。（5）将吸管里的血滴入事先准备好的容器中，根据实验需要，可在数分钟后在同一穿刺孔重复取血。为防止术后穿刺出血，用消毒纱布压迫眼球 30 秒。左右眼可交替使用，间隔 3 天-7 天采血部位大致可以修复。若技术熟练，手法得当，20-30 克的小鼠一次采血可达 0.2mL-0.3m
10、L，大鼠 0.5mL5. 大鼠、小鼠摘眼球采血本法采集的血液为眶静脉和眶动脉的混合血，当需要采集大量血液时常用。该法可避免断头取血因组织液混入所导致的溶血现象。此法采血量多于断头法，但该方法容易导致动物死亡。一般可采集小鼠体重的 4%-5%的血液量。（1）准备好洁净、干燥的试管并编号，置于试管架中（如需用抗凝剂，可按相应的 SOP 选用 1%肝素钠溶液或 0.2% 乙二胺四乙酸二钠）。（2）戴上棉纱手套，左手持鼠，拇指和食指尽量将鼠头皮肤捏紧，取稍侧部位，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使动物眼球突出充血。（3）右手持弯曲镊子或止血钳，钳夹一侧眼球后部，将眼球迅速摘除。（4）将鼠倒置，头
11、部向下，使摘眼球侧对向试管，眼眶内很快流出血液，将血滴入预先准备好的试管内，直到流完。6. 大鼠腹主动脉采血（1）按相应的试验要求准备好试管或离心管。（2）将已按相应 SOP 麻醉的大鼠仰卧固定在操作台上。（3）常规消毒后剪开腹部皮肤和肌肉，暴露并分离腹主动脉。（4）持 5ml 一次性注射器或真空采血针管，将针头沿动脉向心方向刺入血管，抽取所需的血液。（5）去掉针头后将血推进事先准备好的试管/离心管内。(1)少量血的采集（1）针刺尾静脉法：固定动物，消毒、擦干。操作时，在尾尖向上数厘米处用拇指和食指抓住，对准尾静脉用注射针刺入静脉后，立即拔出。定量毛细管采血后用局部压迫、烧灼等方法止血。（2）
12、剪尾法：先固定动物或麻醉动物，露出尾巴，将鼠尾置于 45 度到 50 度的热水中，浸泡数分钟，也可使用酒精或二甲苯反复擦拭，使尾部血管扩张，擦干。剪去尾尖（小鼠约 1mm 到 2mm），可见血液自尾根部流出，然后可用吸管吸取。自尾根到尾尖按摩，血液会自尾尖流入容器。该法可反复使用每次可采血 0.2ml 到 0.3mL。（3）切开尾静脉法：用锐利刀片切开尾静脉一段，用试管接住血液，该法可反复使用。每次可采血 0.2ml 到 0.3mL。(2)中量血的采集心脏采血：将大小鼠固定仰卧固定在固定板上，并剪去胸前区部位的被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤，在左侧第 3-4 肋间，用左手食指摸到心博处，右手持带有
13、 4 到 5 号针头的注射器，选择心脏动物最强处穿刺。当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量而自动进入注射器。技术要点：要迅速而直接插入心脏；如第一次没有刺准，将针头抽出重刺，以免损伤实验动物心、肺；同时要缓慢而稳定地抽吸，否则太多的真空反而使心脏塌陷。7. 豚鼠的血液采集(1)少量血的采集豚鼠背拓静脉采血：豚鼠的背拓静脉有外侧拓静脉和内侧拓静脉。操作时由助手固定实验动物，并将后肢膝关节伸直到操作者面前。对动物脚面用酒精消毒，并找出外侧拓静脉和内侧拓静脉后，以左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿注射器刺入静脉采血。可见刺入静脉后立即出血，并可见刺入部位呈现半球隆起，完毕后应用纱布或脱脂棉压迫
14、止血。反复取血时，两后肢交替使用。(2)中量血的采集一般采用心脏采血。豚鼠的心脏采血一般不需要开胸。 准备好离心管，编号，装入试管架，根据实验要求如需要抗凝剂可选用 1%肝素钠溶液 0.1mL，均匀的浸湿试管管壁，放入 80右左的烘箱中烤干备用。 将豚鼠仰卧固定在鼠固定板上，用剪刀剪去左侧胸部心脏部位的披毛，并用碘酊和酒精棉球常规消毒皮肤。 用左手触摸心脏博动处，一般在胸骨左缘第 46 肋间，选择心脏跳动最明显处作穿刺。 右手持连有 67#针头的注射器，垂直刺入心脏，当针头正确刺入心脏时，血液随心脏跳动而进入注射器内，将注射器回抽采血。取血时应迅速，以缩短针留在心脏内的时间，防止血液在注射器内
15、凝固。 也可切开胸部之后，将注射器针头直接剌入心脏抽取血液。 采到所需要的血量后拨出针头，干棉球按压针眼后将动物放回笼中，经过 67 天后，可以重复进行心脏采血。 注意一定要挤压一侧胸肋，减少心脏跳动空间，否则实验动物容易死亡。一次采血量可达 25mL-30mL。(3)大量血的采集 豚鼠断头采血准备好洁净、干燥的试管、编号，装入试管架中，如需要抗凝剂，可选用 1%肝素钠溶液或 0.2%乙二胺四乙酸二钠 (EDTA-Na)，按相应的 SOP 进行处理。操作者用左手握住豚鼠头、颈背部，露出颈部。右手用大（中）号粗剪刀将颈部剪断。立即将鼠颈向下，对准已准备好的试管，将血液滴入容器内。 豚鼠的眶静脉和
16、眶动脉采血操作时，左手抓住鼠颈部皮肤，并将实验动物轻轻压在实验台上，取稍侧部位，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使动物眼球突出充血后，用弯头眼科镊迅速夹去眼球，并将老鼠倒立，头向下，眼眶内很快流出血液。让血液流入容器，直到流完。此法采血量多于断头法，但该方法容易导致动物死亡。其它操作程序同大小鼠。 豚鼠颈总动脉（静脉）采血操作时，麻醉实验动物，仰卧位固定，以颈正中线为中心广泛剃毛、消毒。剪开皮肤，将颈部肌肉用无钩镊子推向两侧，暴露气管，可见平行于气管的白色迷走神经和桃红色的颈动脉，颈静脉位于外侧，呈深褐色。分离后，结扎远心端，并在近心端放置缝线，在缝线处用动脉夹阻断动脉，在结扎线和近心端
17、缝线之间使用眼科剪作“T”或“V”形切口，并将尖端呈斜形的塑料导管经切口处向心脏方向插入 1cm，结扎近心端缝线，将血管与塑料管固定好，另一端放入采血容器中，送开动脉夹即可采血。8. 家兔的血液采集(1)少量血的采集耳缘静脉采血：操作时将家兔固定在固定盒内或由助手固定，选择静脉较粗、清晰的耳朵，拔去采血部位的被毛，消毒处理。可使用双手轻弹双耳或使用二甲苯擦血管局部。用 6 号针头沿耳缘静脉远心端刺入血管。采血完毕使用脱脂棉压迫止血。一次采血量可达5ml 到 10mL(2)中量血的采集主要采用兔耳中央动脉采血。家兔耳中央动脉位于耳正中，较易辨认。 准备洁净、干燥离心管/试管，编号，装入试管架，根
18、据实验要求如需抗凝，可选用 1%肝素钠溶液 0.1mL，或 0.2%乙二胺四乙酸二钠（EDTA?Na）0.1mL，均匀浸湿试管管壁，放入 80左右的烘箱中烤干、备用。 操作时，将家兔置于兔固定盒内。 用手拔去耳中部披毛，并揉擦使兔耳充血，然后用 75%酒精棉球消毒，必要时可用二甲苯棉球擦兔耳，使其充血。 以左手固定兔耳，右手取连有 7#针头的注射器，在兔耳中部可见一条颜色较鲜红的血管即为中央动脉。在动脉远心段沿着动脉平行方向刺入动脉，回抽注射器进行采血。 采到所需要的血量后，立即拔出针头，注意压迫止血，用干棉球压迫出血口止血。该法一次采血量可达 10mL-15mL。(3)大量血的采集 家兔的心
19、脏采血准备洁净、干燥的离心管/试管，编号，置试管架。如需要抗凝剂，可选用 1%肝素钠溶液 0.1mL，或 0.2%乙二胺四乙酸二钠（EDTA-Na）0.1mL，均匀浸湿离心管管壁，放入 80左右烘箱中烤干、备用。将家兔仰卧固定，用剪刀剪去心前区部位披毛，并分别用碘酒和 75%酒精棉球消毒皮肤。一般在左侧第 34 肋间，胸骨左缘 3mm 左右处，用左手触摸心脏博动，选择心脏跳动最明显处作穿刺。右手持连有 67#针头的注射器，垂直刺入心脏，当针头正确刺入心腔时，血液随心脏跳动而进入注射器内，将注射器回抽，进行采血，取血时应迅速，以缩短针留在心脏内的时间，防止血液在注射器内凝固。也可切开胸部之后，将
20、注射器针头直接剌入心脏抽取血液。采到所需要的血量后，立即拔出针头，这样心肌上的穿孔较易闭合，家兔一次可采取全血量的 1/61/5，经过 67 天后，可以重复进行心脏采血。 家兔颈总动脉（静脉）采集操作同豚鼠颈总动脉（静脉）采血，一次采血量可达 80mL-100mL。 兔股动脉或颈动脉采血准备好洁净离心管/试管、编号，置试管架中。如需要抗凝剂，可选用 1%肝素钠溶液 0.1mL，均匀浸湿试管管壁，放入 80左右的烘箱中烤干后，备用。采用 iv 或 ip 戊巴比妥钠（30mg/kg）麻醉动物后，将家兔仰卧固定于兔手术台上，剪去腹股沟部位或颈部披毛。先作股动脉或颈动脉分离手术。血管分离后，在动脉下穿
21、一根手术线，备用。提起血管下手术线，用手指垫于血管下面，取连有 7针头的干燥注射器，与血管平行向心方向将针头刺入血管，稍向前行一点，动脉血即进入注射器内。采到所需要的血量后，立即拔出针头，用干棉球压迫出血口止血或用动脉夹夹住止血 23 分钟。如果系处死前取血，则可用止血钳分别夹住离、向心两端，用手术剪剪断血管，将离心管口对准向心端，松开止血钳，血液涌入管内，至所需量为止。9. 犬的血液采集(1)少量血的采集 前后肢皮下浅层静脉采血可采用前肢内侧皮下头静脉、后肢外侧小隐静脉采血。固定实验动物后，沿上述静脉平行方向刺入血管即可。注意，抽血时速度要慢，当针头插入血管后应接触止血带。由操作者按相应 S
22、OP 抓取及固定动物，另一名操作者剪干净采血部位披毛。分别用医用碘酊棉球和 75%酒精棉球消毒皮肤。在静脉的近心端用止血带扎紧，使血管充盈。用真空采血器从静脉的远心端刺入，抽取需要的血量。松开止血带，拔出针头，并用干棉球压迫针眼处止血 颈静脉采血不需麻醉。将犬固定后，取侧卧位，剪毛、消毒，然后将犬颈部拉直，头后仰。左手拇指压住颈静脉入胸部位的皮肤，使颈静脉充盈，右手取连有 7 号针头的注射器，刺入血管。亦可以使用真空采血管。一次采血量可达最大安全采血量 50mL。(2)大量血的采集 股动脉采血不需麻醉。将犬仰卧位固定，伸展后肢向外拉直，暴露腹股沟，在三角区动脉搏动部位剪去被毛、消毒。左手中指、
23、食指摸到股动脉，在跳动最激烈处固定血管，右手取连有 6 号针头的注射器，刺入血管。注意采血完毕，使用脱脂棉压迫止血 3 分钟左右。本法可以采集大量血液。 心脏采血：一般不常用。操作方法同家兔。10. 猴的血液采集(1)少量血、中量血的采集 猴指尖采血：固定好实验动物后，将穿刺器快速刺破指间，挤压后使用毛细吸管吸取血液。操作完毕止血消毒处理。 猴前肢皮下头静脉采血：皮下头静脉是猴前肢皮下浅层的主要静脉。固定好实验动物后，止血带阻止血液会流，沿头静脉方向平行刺入，注意不要刺得太深。 猴后肢皮下静脉采血：先将猴两前臂向背部方向向后拉，并使用绷带绑紧两腕部，右手抓住猴头颅及背部皮肤，另一人左手抓住一侧
24、后肢咐关节部位，右手抓住取血侧后肢的股部，使后肢皮下静脉怒张。采血者用左手抓住后肢咐关节将后肢固定好，剪毛、消毒，右手取连有 7 号针头的注射器沿静脉平行方向刺入血管即可。操作完毕，注意压迫止血并消毒处理。(2)大量血的采集心脏采血：麻醉实验动物后，将实验动物固定，取侧卧位，触摸实验动物心脏，在心脏搏动最强烈的 2-4 肋间进针穿刺心脏采血。11. 猪的血液采集(1)少量血或中量血采集 耳大静脉剪口采血：固定好实验动物后，碘酒、酒精消毒猪耳。用力揉搓后，可清晰见到耳缘静脉，可用刀片切开静脉，切开后用滴管或毛细吸管吸取。注意止血及灭菌处理。 耳大静脉采血：固定好实验动物后，碘酒、酒精消毒猪耳。用
25、力揉搓后，可清晰见到耳缘静脉，可使用连有 6 号针头的注射器直接抽取。注意：抽吸速度不要过快，同时应选择锐利的针头。(2)大量血的采集心脏采血：猪心脏采血应使用心脏穿刺针抽取。固定好实验动物后，将猪仰卧，剃毛、消毒，左手探摸，在左 3 到 4 肋间，右手持连有穿刺针的注射器穿刺心脏。本法可以采集大量血液。我们在采血过程中，必须了解实验动物的最大安全采血量及最小致死采血量。常见实验动物的安全采血应控制在一定范围内，因为一次采血过多或连续多次采血都可能影响实验动物健康，甚至会导致实验动物贫血或死亡。实验动物采血量常见数据见表 4-2-15。 表 4-2-15 不同实验动物的最大安全采血量和最小致死采血量动物种类 最大安全采血量 最小致死采血量小鼠 0.1 0.3大鼠 1 2豚鼠 5 10家兔 10 40犬 50 300 猴 15 60
