1、冰冻切片详细说明切片技术最早期是从冰冻切片开始，后来逐步有了发展和更新，冰冻切片弥补了石蜡切片和火棉胶切片之不足，石蜡切片和火棉胶切片需时太久，且在制片中要使用许多化学试剂，石蜡切片还需要加温过程，因而某些重要的不稳定的组织成分如脂类、酶以及抗体等，可能被溶解和破坏。冰冻切片过程较简单，无须经过上述步骤，组织中的水分起着包埋剂的作用，组织经固定或不固定即可进行冰冻切片，切片厚度一般可在 6-8 微米，组织没有收缩，易保持生活时原有状态，是保存脂肪组织，许多神经组织特殊染色方法和组织化学方法，特别是酶的活性十分理想的切片方法，对于外科临床诊断和现代免疫荧光诊断，冰冻切片也很重要。其缺点是组织过大
2、不易冰冻，连续切片困难。 5 微米以下切片不易成功。但是随着现在冰冻包埋液的不断改进，已经能切出少于 3 微米的切片一、直接冰冻切片法冰冻切片多用于新鲜组织、甲醛固定组织和冰箱冷藏组织等。组织块不经任何包埋剂而直接放在制冷台上冷却后再进行切片。1恒冷箱切片就是将组织在恒冷箱的切片机切片。目前恒冷箱切片机的品种较多。此种切片适用于科研和教学上的连续切片。要求预先开动电源（预冷准备） ，配多种固定组织台，以便更换组织。2甲醇制冷器制冷箱为附有带导管的制冷台和制冷刀的甲醇循环装制，其冷却速度比较快，属于开放式，作一般常规冰冻切片用。3二氧化碳冰冻法将组织用蒸馏水洗后，放在冰冻切片机的冷冻台上，加蒸馏
3、水少许。打开冷冻台的二氧化碳开关，二氧化碳气体喷出，待组织出现冷霜时，将二氧化碳关闭，即可切片。若组织冷冻过硬则切片易碎；组织冷冻硬度不足，则切片呈粥糜状，需用间歇方法继续冷却。硬度一般在刚开始解冻时最合适，应迅速切片。4半导体致冷冰冻切片法将组织置半导体致冷台上，滴加少许蒸馏水，调好切片机的厚度。先接通热器的循环流水，然后接通电源，电源的正负极切勿接反，用整流电源控制温度。二、 明胶冰冻切片法明胶包埋法一般多用于冰冻切片易破碎的组织，特别是某些有树枝状突起的组织，当其切片后投入水中时，常常引起分散，甚至发生丢失，某些间隙较多的组织，有时会因发生散乱而失去相互间的联系，可形成移位现象。明胶冰冻
4、切片正是适用于上述情况。环保组织固定液固定后必须充分水洗，洗净。因甲醛对明胶有凝固作用，从而影响明胶溶液浸入组织内部,不宜选用含甲醛类固定液。组织水洗后浸入 12.5%明胶水溶液(以 1%石碳酸水溶液配制) ，于 37温箱浸 6-24h。移至 25%明胶溶液内浸 6-24h。25%明胶包埋，连同包埋器放入冰箱内使明胶迅速凝固，取出后在空气中蒸发 10min 。入环保组织固定液固定明胶块 1-2 日。蒸馏水洗后，置冰冻切片机或滑动式切片机切片。切片可保存于 10%甲醛液中。依检查目的而进行染色，染色后一般不经乙醇脱水及二甲苯透明，而用下述明胶溶液或其他类似的明胶溶液封片：果糖 26g,明胶 1.
5、1g，钾矾 0.75g，麝香草酚水溶液 1.15ml。先将果糖溶于麝香草酚饱和液，置于 56温箱内 12h，加明胶后在水浴内加温熔化，过滤后加钾矾。于 100ml 溶液内加甲醛 2ml 防腐。三、冰冻切片粘片法1蛋白甘油粘片法冰冻切片粘片法基本上按石蜡切片的粘片处理，但烘烤的温度不超过40。待烤干后立即取出，时间过久或温度过高则切片易破碎。烤干后用 70%乙醇及蒸馏水洗后即可染色。2Lillie 明胶粘片法将切片放入 1%明胶水溶液数分钟，捞出置于载玻片上，将多余液体倾去。入环保组织固定液中固定 5min,水洗 10min，即可染色。3乙醇明胶粘片法切片浸入 0.1%或 0.75%明胶溶液（以
6、 40%乙醇配制）数分钟，捞于载片上，经室温短时干燥，入氯仿 1min ,经 95%及 70%乙醇洗去氯仿，再经蒸馏水洗后染色。四、冰冻包埋液包埋切片 OCT Compound 法现在国内外有许多厂家用高分子材料配制成冰冻切片包埋液，将冰冻包埋液直接可直接在切片机组织卡盘（chuck）上加少许包埋液，在其固化前嵌入组织块，然后再于组织周围加入少许包埋液稳定。常规切片，厚度 2-100 微米。或者在盛标本的包埋模具内，挤出适量冰冻包埋液，放入组织块或细胞沉淀块，加包埋剂完全淹没组织块，如有气泡可用针头或吸头吸出。速冻：将盛有组织细胞和包埋液的模具，正置于切片机冷室内冰冻 10 分钟，至包埋液固化
7、。也可将盛有组织的模具置于液氮或 -40-70 度冰箱冰冻固化保存，用前取出置于切片机冷室内平衡温度（否则损坏刀片） 。冰冻包埋液是由高分子聚合物组成的透明粘稠液体，速冷时固化，其冰冻速度和软硬韧度与组织细胞相近，因此能保证最佳 O.C.T.，并具有支持填充、减少皱褶和断裂的作用。能切出 2-3 微米的超薄切片。国内较好的品牌有西奈山冰冻包埋液。冰冻切片 组织块的准备1.调整好组织与刀片的方向这是冰冻切片准备中极为重要的方面，使用冰冻切片组织包埋液可以使这项工作变得简单，在我的工作中我总结出一些经验可供参考。a.脂肪放在最后切。脂肪由于硬度不够，对绝大多数组织均合适的温度却切不好脂肪组织，如果
8、一刀下去，组织中的脂肪先接触刀片，就会破碎并使整个片子损坏。如果脂肪最后接触刀片，则切片过程不受干扰。最糟糕的情况是脂肪部分先接触刀片而没有冰冻切片包埋液（如西奈山品牌）的保护，冰冻包埋液可以给片子提供一个起始的缓冲，如果没有包埋，脂肪就会切碎并把整个片子破坏。当切片过程中由于脂肪的出现而影响质量时，我要么把摇柄转回去尽量避免，要么把脂肪挖出来。b.组织与刀片垂直或成角是关键。让我们假设组织由起始端、中间部分及末尾端三部分构成，起始端容易卷缩，或受到刷子的损害，还可能由于操作者的犹豫而引起片子的厚薄不均，这些都增加了假象的风险。末尾端在贴片时容易拉长，最好的是中间部分，最不可能出现假象，并且组
9、织学上最干净，这是片子中最理想的部分。非常坚实的组织容易产生横皱，切片时应包埋成角且尽可能的加温。成角包埋就像坐着船冲浪一样，如果你直线行驶，就会承受波浪线上最大的冲击，如果成角行驶，波浪线就会拉伸，所受的颠簸也会减小。跟公路上的减速脊一样的原理。上皮和粘膜贴附的组织如皮肤，胃肠，膀胱，子宫，颈部等，应当使上皮面垂直于刀片（见下图） 。2.组织块的温度任何组织都有一个理想的切片温度，在此温度下切片，组织片以平滑均一的形式流过刀片，几乎没有卷缩。当温度、组织类型、刀片均处于理想状态时，切片十分流畅，几乎不用刷子。如果温度太低，片子容易卷曲和破碎；如果温度太高，片子就会皱成一堆。如果需要加温，只需
10、要把大拇指置于组织块面几秒钟；如果需要降温，可以使用机子的精确低温包埋系统，简单的做法就是把过冻的冻台放在组织面上几秒钟，大多数的冰冻切片机都有一种热吸收器可以使用。3.组织块的填涂 基本的修复填涂可以解决组织块自身的缺陷，下面我举几个具体的例子。(1)扁平包埋组织的填涂包埋扁平的组织时，只有一层薄薄的包埋物贴附在底面，而且包埋物会轻微地收缩与组织块分离，如果想以最小的休整开始切片，那么收缩的空间必须填涂上包埋物，如果不填涂，切片时组织便会与包埋物分离，从而很难获得一张完整的片子。下面这个简单的技巧可以使你获得一个整齐的组织面。0(2) 针头的移除在工作中经常会收到布满针头的标本，有时候针头会
11、穿过整个组织，导致刀片的损坏并使片子一分为二，下面有一种简单的解决办法。0接到标本后快速冰冻。2、切片厚度 67 微米。3、切片完整，无污染，无皱褶。4、切片完成后立即固定。5、染液，脱水液必须及时更换。6、封固前必须经酒精脱水，环保组织液透明，湿封。7、封片时不得有气泡，不得有树胶外溢。8、标签必须贴于玻片左侧，编号字迹必须清楚。9、制片工作一般应在 1520 分钟内完成。10、冰冻报告后及时将“ 冰对 ”组织放入环保组织固定液内。11、每天操作完成后，及时对机器进行清理和消毒。（3）缝线的移除同样的方法移除组织块中的缝合线 0（4）挖凿的技术当组织块中某些部分不需要或阻碍我们获得高质量的切
12、片时，我们就可以将它挖除掉。最好的例子就是脂肪组织干扰切片，常见于切除的淋巴瘤用于检查是否癌转移。如果脂肪先于组织块中的其他部分接触刀片，你首先可以试着转动组织块，如果不行，就可以将它挖掉，然后用冰冻包埋液填充。0学会看片子这里指的是片子滑过刀片时就要辨别出质量的好坏，如果到镜下才发现片子的缺陷那就无法挽救。1.观察片子的厚薄尽管冰冻切片机可以设置厚度，但人为辨别片子的厚度是否合适仍然很重要。片子太薄看起来象半透明的镜纸，片子太厚看起来混浊、柔性差，对我来说，5-6um 的片子较合适，象一张薄的打印纸。 03.片子上的条纹垂直于刀片的细条纹为刀片缺口所致，这往往是切到钙化组织、针头或缝线的结果
13、。 4.波浪线样的横皱这是切片机零件松动的征象，可能需要修理，切片时刀片有移动或支撑刀片的机子有移动时，往往有这种规则的条纹出现。为了获得干净整齐的片子，所有固定刀片、刀架、支撑台、支撑栓子及切片机的旋钮、螺钉、轴承都必须上紧，并且不带有垃圾残骸，支撑台或刀片下面有一点包埋物都会影响切片的质量。脂肪组织的处理脂肪组织无疑是冰冻切片者的绊脚石，道理很简单脂肪不会结冰，把温度降低让脂肪变硬可以切出较薄的片子，但是这个温度对同一组织中的其他成分来说显得太低而不合适切片，当脂肪破碎影响切片时这个问题就变得明显，下面是一些我的经验总结。1.尽可能的削掉不需要的脂肪组织当我准备切淋巴结时，我会先检查一遍，
14、小心翼翼地除掉表面及髓内的脂肪，结内的脂肪用解剖刀刮擦掉，被膜线附近的脂肪用刀切除，这样就不需要切开整个淋巴结被膜。有人会说，我把一些组织去掉后，可能导致漏判一些阳性的淋巴结，但我的经验是好的干净的片子比含有太多脂肪的差片子更容易获得阳性的结果。当你在休整组织或切片的过程中脂肪组织意外出现时，你也可以使用前面的挖凿技术。2.调整组织块的方向使脂肪最后接触刀片切片时尽量避免脂肪先接触刀片，因为脂肪会脱离包埋物，在切片上留下一个洞，如果不能避免，也要在其周围加上包埋物，让包埋物先接触刀片。3.保证刀片、台面的干净及组织块的冷冻程度切片机的台面和刀片必须保持干净，假如你弄碎了一张片子必须即时用一块干
15、纱布清理干净，但要防止刀片割手，如果你发现切出来的片子有条纹或者堆积成束，可能是组织粘着在刀片的下方了，必须除掉刀片上的组织，并将刀片清理干净。组织块越冷就越容易切脂肪，只是其他非脂肪组织就变得坚硬难切，同时水性的组织会裂开，这就有必要在切片温度的最冷端和最温端取一个二者兼顾的中间值，以使脂肪和非脂肪组织都能切好。我一般将组织块冻在-24度，可以获得满意的结果，冷冻喷雾剂有用，但要注意先清掉切片机内的污秽。4.灵活地转动摇柄而不犹豫假如组织块是脂肪和结缔组织的混合物，那要好切于纯脂肪组织，有时候按照我前面所讲的技巧来做，片子会出乎意料的好。用运动的刷子快速粘住组织片并把它拖上台面，不要把刷子和
16、组织片压上台面，以免粘在一起使切片完全中断。同样，好的刀片也很重要，如果你能用刷子敏捷地做出这套动作，那你肯定也能对脂肪组织切出理想的片子，脂肪在片子上会留下空的间隙，但它们之间的纤维条却保存完好。下面这块乳腺癌及其周围有数毫米覆盖着墨水的脂肪组织，假如你调整好组织块的方向使脂肪边缘垂直于刀片，肿瘤组织就切得好，脂肪切片的角度会有变动，也会留下空隙，但总有一条墨迹线指示着边缘的所在。很多时候我都用这种方法来区别肿瘤和脂肪组织。0冰冻切片的基本技术1.从锋利的刀片开始 我发现使用新的锋利的刀片时常常做出高质量的片子。我觉得在医疗场合中某些尽量省钱的做法显得有些因小失大。一般我对每位患者的标本都使
17、用一组新的刀片，当片子的质量开始下降时，我会立刻更换刀片。某些组织如质地较硬的胶原和钙化组织会使刀片很快变钝，因此，经常更换刀片显得很有必要，有时候我在切片过程中要连续更换2-3次刀片。 2.坐着还是站着 我切片时总是坐在一张凳子上。要学会把刷子作为一种便捷的辅助工具来操作，从而精细地控制显微厚薄程度的片子。切片时俯身弯腰，颈部过伸的姿势有些不妥，要尽量处于放松和舒适的姿势以便能最大程度控制你的左手。 3.刷子 我是一位刷子的使用者。我相信要想切好片子首先学会使用刷子。刷子的作用就在于粘住片子并把片子弄到台子上。冷冻的片子会自发的卷缩并从刷子上脱离下来，因此，我使用一把有硬毛、夹取面宽的刷子。
18、我发现来自中国的野猪毛十分坚硬，非常管用。你可以花3美元从工艺店买一把1/4英寸长的#2号扁平无色的刷子，把毛削成一个角度。由于是个有角的头端，加上握持刷子成一定的角度，这样刷子与组织接触时就会象扫帚一样的平。我不能理解为什么有人使用脆弱的骆驼毛刷子，组织片很容易从这些柔软的毛上掉下来。4.握持刷子 左手象拿笔一样握持刷子，将第五指轻压于台面上以稳定握笔的手(或根据手和切片机尺寸的大小置于你感觉合适的地方)，这样可以保证操作者动作的灵活及可控性。我把刷子削成一个角度，大致与左手握持刷子的角度相同，这样使刷子平着接触组织的1/4。05.摇柄的旋转 以连续均匀的力量转动切片机的摇柄，且要毫不犹豫。
19、我看到很多冰冻切片者手握着刷子在开始切片时总要停一下，缓慢的抓取组织，然后再开始转动摇柄。依我的经验看来，这种动作增加了起始切片假象的可能，会使片子的厚度不均匀，也增加了处理脂肪类组织的难度。我切片时，象前面所说的那样手握刷子，以一种连续的动作抓取组织，这个动作与刀片接触组织同时开始并贯穿于整个过程。 6.刷子的移动 组织块移向刀片时刷子也要同步地向下移动，当组织块刚好接触刀片时刷子轻轻停在其底部2mm 处并迅速抽离。正是刷子的向下移动使你能连续地抓取组织，当开始的几毫米组织穿过刀片时便有自发卷曲的现象，这时，运动中的刷子立刻粘住其游离的边缘部分并水平地拖向切片者。刷子的运动路径是一个朝下的“
20、肘”形，然后再朝向你自己，连续不断。但要注意有时候把组织压向台面时会使组织粘在台面上，可能会导致碎片，应尽量避免。当然预先将组织包埋起来可以使刷子不用接触到组织，切片也容易多了。07.贴片 可以从切片机的台面上也可直接从组织块面粘贴组织片，我一般采用前者。片子切好后，手持玻片在片子上方，向下以一个角度粘住片子的一角，在静电作用下片子会吸附在玻片上并迅速融化。当然在周围涂一些包埋物对贴片有利，这种多余的包埋物可以保护片子的边缘免受皱缩的损坏。有时候碰到贴片困难，我会在切到最后2mm 包埋物的时候停下来，让片子留在组织块上，然后倒转摇柄，使组织块退离刀片，再用刷子从边缘把组织片摊平，这样就可以从组
21、织块面贴片了，这对卷曲的片子或者脂肪组织非常管用。8.快速固定 我右手转动摇柄也同时拿着玻片，片子一切好，立刻粘起片子并将它浸没于环保固定液中。环保固定液需置于方便够到的地方，我一般将染色架放在染色缸的旁边，先将片子置于环保固定液液中固定，然后插于染色架上。如果组织固定延迟会出现风干的假象，我的经验是组织片还在切片机的台面时，风干效应很小，当组织片粘在有温度的玻片上时就会出现明显的风干假象，表现为核的细节丢失及胞浆液的溢出。下面几张图片是延迟15秒固定和立刻固定的相同组织的比较，差异非常明显09.切片的厚度 对于一般的手术病理我推荐切 6um 厚，这种厚度使染色更加饱满，层次清晰，病理学家通常
22、在 2x 和 4x 的放大倍数下可以获得更多的信息。太薄的片子在这种放大倍数下显得苍白，容易忽略一些细节。6um 的片子可以有更多的时间去避免风干假象，也会减少冰晶所造成的细胞核空洞。当然特殊情况下可能需要更厚或更薄的片子。 10.为什么会掉片 我不能确定组织片粘附到玻片的具体机制，但我相信可能与组织内的液体与玻片发生分子交联有关。下面我例出几种染色过程中组织片脱落的情况： 1）本身非常干燥或过度脱水的组织； 2）组织片的周长与面积比过大，象细条形的组织容易受染色缸内液体涡旋应力的影响而脱落，同样包括薄的纤维囊肿及不规则的坏死组织，太厚的组织也不例外； 3）反蓝用的氨水浓度太高； 4）少数情况
23、需要使用 100%的乙醇固定； 5）一张玻片贴多个片子时，片子周围的包埋物相互重叠冰冻切片的局限 1.时间的限制 确实在冰冻切片室经常受到快速出结果的压力，我的经验是欲速则不达，急躁和慌乱容易出错。我们最好的办法就是树立自信，良好的态度及教育外科医生，受到加快制片的催促时应当学会从各方面抵制压力，假如你是一位专业的受过良好训练的冰冻切片家，从切片到染出一张片子只需要几分钟，如果你对组织的处理很粗糙，这个过程可能要几分钟到十分钟，碰到比较大的复杂的组织需要多重染色则需要的时间会更多，对病理学家来说，阅片需要几秒到数十秒的时间，有时候需要搜寻一些细小的线索，翻阅书籍，或向同行咨询等，所需时间会更多
24、。考虑到外科医生的处境，我们必须动作迅速，但是当所做的结论会更改手术的进程时，我们会显得格外谨慎。我们会要求提供患者的详细资料以便得到正确的答案，即使耽误几分钟，总比重做手术或提供错误的结论所付出的代价小很多，如果连续碰到几例患者，或复杂的病例，多个标本，那我们只有寻求帮助，当然，在手术不过急的依赖冰冻切片的结果时，这些事情尽量不做。不要粗糙地准备和阅读片子，这是最可能出错的地方，同时，也要识别超出你个人能力的处境，很多需要寻求外界咨询的场合，我象一根树桩一样站在那里阅片，几分钟都无法得出结论，就象看到一只从来没有在后院出现过的老虎一样。这个时候我会不顾一切的寻找就近的帮助，并且告诉我的外科医
25、生要耐心的等待。2.特殊染色的局限 这个问题讨论起来很难，我们只能面对，当今时代如果没有免疫过氧化物酶染色和基因突变的检测，仍然无法对淋巴瘤和肉瘤及其他类似的疾病进行分类，也许不久的将来能有快捷的方法用于冰冻切片，但是现在，确实是一个缺陷。 3.冰冻假象 这是水的特性，水在结冰时因氢键的交联而膨胀，正是这个原因，冰块才能浮在水面上。我相信组织在冰冻时候的变化与水结冰膨胀是密切相关的，在此，我会尽量解释冰冻片子和石蜡片子的差异。象处理其他病理假象一样，正确的识别这些冰冻假象有助于我们不至于误判。 4.冰晶的形成 含水量特别多的组织冷冻时会出现肥皂泡样的空隙，我认为当组织中的水分凝固时形成球形的冰
26、晶，挤压纤维组织条而产生泡沫样的形状。下面的冰冻对照显示当组织片进一步处理时泡沫样的水分又重新分布于间质，而未曾冷冻的组织显示出间质的水肿。这些水分巨多的组织在切片时很难保证不裂开，应尽可能高切片的温度05.挤压假象 细胞实性的组织会受到冰泡膨胀的挤压，这在水肿组织非常明显，下面的肾细胞癌提供了一个很好的例子，中间的图片显示肾小管被透明的冰晶所挤压，右边的图片为来源于同一组织的非冷冻切片。06.核染色质的改变 中间这张片子先前冷冻过，显示染色质特别明显，与左边冰冻后立刻固定的图片相比，核的密度更大，更深染，注意到冰冻片中胞浆含有较多的空泡，也是冷冻假象的一种。0冰冻切片操作流程 接到标本后快速
27、冰冻。2、切片厚度 67 微米。3、切片完整，无污染，无皱褶。4、切片完成后立即固定。5、染液，脱水液必须及时更换。6、封固前必须经酒精脱水，环保组织液透明，湿封。7、封片时不得有气泡，不得有树胶外溢。8、标签必须贴于玻片左侧，编号字迹必须清楚。9、制片工作一般应在 1520 分钟内完成。10、冰冻报告后及时将“ 冰对 ”组织放入环保组织固定液内。11、每天操作完成后，及时对机器进行清理和消毒。冰冻切片在小鼠肠道 Trafficking 中应用我最近在做小鼠肠道的一个基因的 Trafficking，要求标本结构特别清楚漂亮，开始总是做得不是很满意，现在摸索出了一点经验，片子染色后做 Confo
28、cal 非常漂亮。和大家共享一下：1. 杀死小鼠，取出一段空肠，用冰 PBS 液冲洗掉粪便等脏物；2. 将肠段套在钝头注射器上，把头端用细线（就手术用的那种很细的肠线）栓紧，然后用小镊子轻柔的将肠腔翻转过来（这一步很关键！）注意不要损伤绒毛；3. 放入西奈山环保组织固定液中 4 度 1 小时固定；4. 用冰 PBS 洗两遍；5. 放入 30%蔗糖溶液（蔗糖溶于 PBS，不是 H2O）中， 4 度过夜，其中蔗糖溶液是肠道组织的 8 倍；6. 次日将组织放入西奈山 OCT 冰冻冰冻包埋液中，4 度缓慢震摇 1-2 小时；7.包埋组织。这一步我试过很多方法，开始我是垂直包埋，我想这样可能切片可以见到
29、整个肠腔，绒毛都向外张开，保证是纵切面可以看到绒毛的全貌，后来发现并非如此，因为组织很软，很难让它能确保垂直包埋进去。后来就直接平放进去然后切片时掌握角度也可以看到整个肠腔和绒毛的形态。剪开包埋我也试过，我还试过做“瑞士卷”，就是剪开后反方向又卷成圆筒状包埋，但都不如现在的方法，因为剪开后又重新卷成圆筒状会损害绒毛组织。当然如果是结肠就无所谓，不用翻转，怎么弄都漂亮。因为我的实验主要是要观察这个基因内化迁移的情况，对绒毛的要求比较高，要把微绒毛、terminal web 和肠上皮细胞的基底侧、apical 侧都要显示的非常清楚。有关细胞和组织学技术一、细胞和组织免疫组织化学技术是用标记物或显色
30、物标记的抗体检测细胞和组织内的抗原，从而达到诊断和研究疾病的目的。抗原的准确显示和定位与制备的细胞和组织标本质量的好坏有着密切的联系。由于各种抗原的生化、物理性质不同，如温度高低、酸碱度强弱及各种化学试剂的作用均可影响抗原的免疫学活性，良好的细胞和组织学结构将有助于抗原的准确定位。因此，细胞和组织标本的采集制备在免疫组织化学技术中占有十分重要的位置。（一） 细胞标本的取材目前，免疫组化技术已经应用于细胞学诊断，如鉴别低分化癌与恶性淋巴瘤、黑色素瘤、低分化肉瘤等。CEA 应用于胸腹水中间皮瘤与癌的鉴别。McAb 应用于淋巴白血病和恶性淋巴瘤的分类分型。近年来，培养细胞的免疫组化技术在鉴定细胞的种
31、类、分化程度、表面抗原特点以及肿瘤结构成分改变等方面的研究均起到了积极作用。细胞标本的取材有以下 3 种方法:1印片法 主要应用于活组织检查标本和手术切除标本。新鲜标本以最大面积剖开，充分暴露病变区，将载玻片轻轻压于病变区，脱落的细胞便粘附在玻片上，立即浸入细胞固定液内 5-10min，取出后自然干燥，低温保存备用。优点是简便省时，细胞抗原保存较好。缺点是细胞分布不均匀，玻片上细胞重叠，影响标记效果。2穿刺吸取涂片法 主要应用于实质器官的病变区，如肝、肾、肺、淋巴结、软组织等。用细针穿刺吸取病变区内液体成分，如穿刺液较少，可直接涂抹在载玻片上，力求细胞分布均匀。如穿刺液较多，细胞丰富，可用洗涤
32、法：将穿刺液滴入盛有 1-2ml Hanks 液（RPMi 1640 液）的试管内，轻轻搅拌，以 500rpm 低速离心 5-10min 后，弃上清液，将沉淀制成细胞悬液（浓度约 2106 细胞/ml） ，吸取 1 滴于载玻片上，轻轻涂抹，待涂片略干即可固定。该法穿刺吸取直接涂片的优点是操作简便，细胞形态保持较好。缺点是细胞分布不均匀。洗涂法片虽可弥补这一缺点，但操作复杂，细胞常常发生变形。3体液沉淀涂片法 主要用于胸水、腹水、尿液、脑脊液等体液多、细胞少的标本。体液采取后，必须及时处理，更不宜加固定液。根据标本内细胞数量的多少选用不同的处理方法： 细胞数量极多者，可吸取少量液体直接涂在玻片上
33、。细胞数量较少者，可将液体自然沉淀，然后吸取 5ml 左右沉淀液，以 1500rpm 离心 10min，弃上清液，将沉淀涂片，略干后固定备用。如用细胞离心涂片器(Cytospin )，可将标本用上述离心沉淀法制成2106 细胞/ml 的细胞悬液，吸取 50l 加入涂片器内，离心后即制成分布均匀的细胞涂片，细胞分布在直径约 6mm 的小圆圈内，每个圆圈内的细胞数约 105 个(Danos,1976)。培养细胞标本的取材可根据培养的细胞特性分别采取不同的方法。某些细胞有贴壁生长的特性，如纤维母细胞、粘液癌细胞等，只需将载玻片或盖玻片插入培养液内即可收集到理想的细胞标本。某些细胞只能在培养液中生长，
34、可用上述体液沉淀离心涂片法处理。制备细胞涂片应注意：标本反复离心洗涤，细胞的粘附性降低，在免疫组化染色过程中容易脱片，因此，在制备涂片前载玻片上应涂粘附剂。为节 省试剂和便于镜下观察和记数，应将细胞集中到直径 0.6-1.0cm 的圆圈内，细胞总数以 105 个为宜。 粘液丰富的标本，如痰液，胃液等，未经特殊处理，一般不宜作免疫组化标记。（2）组织标本的取材组织标本主要取之于活组织检查标本、手术切除标本、动物模型标本以及尸体解剖标本等。前三者均为新鲜组织，后者是机体死亡 2h 以上的组织，可能有不同程度的自溶，其抗原可能有变性消失，严重弥散现象，因此，尸检组织应尽快固定处理，以免影响免疫组化标
35、记效果。但有些较稳定性抗原，如 HBsAg、HBcAg 等在尸检标本中，抗原显示仍较好。组织标本的取材常常受到各种因素的影响，如各种内窥镜钳取的组织，常因过度挤压而变形，严重者组织结构被破坏。大组织标本病变分布广泛，抗原在组织中分布不均一，常出现人为的组织取材不准确。为了避免上述缺点，组织取材时应注意：活检钳的刃口必须锋利，以免组织受挤压；取材部位必须是主要病变区；必须取病灶与正常组织交界区；必要时取远距病灶区的正常组织作对照。为充分保存组织的抗原性，标本离体后庆立即作处理，或立即速冻成冻块进行冰冻切片，或立即用固定液（推荐使用西奈山环保固定液）固定进行脱水、浸蜡、包埋、石蜡切片。如不能迅速制
36、片，可贮存于液氮罐内或-70。C 冰箱内备用。2、细胞和组织的固定（一） 固定为了更好的保持细胞和组织原有的形态结构，防止组织自溶，有必要对细胞和组织进行固定。固定的作用不仅是使细胞内蛋白质凝固，终止或抑制外源性和内源性酶活性，更重要的是最大限度的保存细胞和组织的抗原性，使水溶性抗原转变为非水溶性抗原，防止抗原弥散。不同抗原，其稳定性也不相同，因而对固定剂的耐受性差异较大。如 T 淋巴细胞表面抗原属不稳定性抗原，对固定剂的耐受较差，抗原活性容易丧失。而 HBsAg 属稳定性抗原，其抗原活性很少受固定剂种类、固定时间、温度等因素的影响。（二） 固定剂用于免疫组织化学的固定剂种类较多，性能各异，在
37、固定半稳定性抗原时，尤其重视固定剂的选择，介绍如下。1醛类固定剂 双功能交联剂，其作用是使组织之间相互交联，保存抗原于原位，其特点是对组织穿透性强，收缩性小。有人认为它对 IgM、IgA、J 链、K 链和 链的标记效果良好，背景清晰，是常用的固定剂。（1）10%钙-福尔马林液（浓甲醛 10ml，饱和碳酸钙 90ml） 。（2）10%中性缓冲福尔马林液（浓甲醋 10ml，0.01mol/l pH7.4 PBS 90ml） 。（3）4%多聚甲醛磷酸缓冲液 pH7.4（多聚甲醛 40g,0.1mol/L PBS 液 pH7.4500ml，两者混合加热至 60，搅拌并滴加 1n NaOH 至清晰为止，
38、冷却后加 PBS 液至总量 1000ml） 。（4）戊二醛-甲醛液（戊二醛 1ml，浓甲醛 10ml，蒸馏水加至 100ml） 。戊二醛是二醛基化合物，交联结合力比甲醛大，Bullock 认为交联过强，可出现组织改变和空间遮蔽现象，影响组织的抗原性。但 McDonald 等认为，该试剂用于 PAP 法免疫酶标记效果仍满意。（5）甲醛升汞固定液（即 B5 固定液。浓甲醛 10ml，氯化汞 6g,醋酸钠 1.25g ,蒸馏水90ml） 。有人认为此固定液悬液是较理想的固定液，标记 IgA、IgM、IgG 等抗原效果良好。也有人认为它减弱细胞的抗原性，上皮细胞可产生非特异性荧光，故不宜用于免疫荧光标
39、记。氯化汞是一种强蛋白凝固剂，但对组织穿透性弱，且使组织收缩，故与甲醛混合使用。（6）醋酸-甲醛液（浓甲醛 10ml，冰醋酸 3ml，生理盐水加至 100ml） 。Bullock 等认为此液固定效果良好，组织可不经消化，胞浆 IgA、IgG、IgM、IgD 和K、J 链标记均呈阳性，且背景染色极淡。如标记 IgG 用 PAP 法第一抗体仅为甲醛升汞液的 1/10。此液内醋酸既可防止组织收缩，又可暴露胞浆免疫球蛋白抗原决定簇。 （7）Bouins 液。该固定液为组织学、病理学常用固定剂之一，对组织穿透力较强而收缩性较小，比单独醛类固定更适合免疫组化染色。Kayhko 认为用于标记 B 细胞的 J
40、 链较好，但Bullock 则认为它可导致 Igg 重链变性，故必需加大第一抗体的浓度。（8）Zambonis 液。该固定液可用于电镜免疫细胞化学，对超微结构的保存优于纯甲醛，也适用于光镜免疫细胞化学研究。采用 2.5%多聚甲醛和 30%饱和苦味酸，更可增加对组织穿透力和固定效果，以保存更多的组织抗原。固定时间 6-18h。（9）PLP 液（过碘酸盐 -赖氨酸-多聚甲醛固定液） 。该固定剂适用于富含糖类的组织，对超微结构及许多抗原的抗原性保存较好。其机制是过碘酸氧化组织中的糖类形成醛基，通过赖氨酸的双价氧基与醛基结合，从而与糖形成交联。组织抗原大多数是由蛋白质和糖两部分构成，抗原决定簇位于蛋白
41、部分，故该固定液有选择性地使糖类固定，既稳定缺的，又不影响其在组织中的位置（固定剂 7-9 配制法见附录1） 。2非醛类固定剂 Pe 等人比较几种非醛类双功能试剂指出，碳化二亚胺、二甲基乙酰胺、二甲基辛酰亚胺、和对苯醌等均适用于多肽类激素的组织固定，单独使用时，边缘固定效应重，但与戊二醛或多聚甲醛混合使用，效果明显改善。（1）碳化二亚胺（1-ethyl-3(3-dimethyl-aminopropyl)cardodiimi-HCI）液：2g 溶于100ml0.01mol/L,pH7.4PBS 中。此液宜用于标记多肽类激素的组织，对标记 IgA、IgG 效果不佳。（2）碳二亚胺-戊二醛液（ECD
42、-G 液）：配制法见附录一。 ECD-1-ethyl-3(3-dimethyl-aminopropyl)carbodiimide Hydrochloride,即乙基- 二甲基氨基丙基碳亚胺盐酸盐，简称乙基-CDI 。该液常用于多肽类激素的固定，对酶等蛋白质固定效果良好，对细胞内抗原定位，超微结构保存好，是一种培养细胞电镜免疫细胞化学研究的良好固定剂。（3）Zenker s 液（重铬酸钾 2.5g,氯化汞 5g,硫酸钠 1g,蒸馏水 100ml,混合溶解后，临用时加水醋酸 5ml） 。该固定液对免疫球蛋白染色最佳，固定时间约 2-4h，染色前必须脱汞色素。3丙酮及醇类固定剂 系最初免疫细胞化学染
43、色的固定剂，其作用是沉淀蛋白质和糖，对组织穿透性很强，保存抗原的免疫活性较好。但醇类对低分子蛋白质、多肽及胞浆内蛋白质保存效果较差，解决的办法是和其它试剂混合使用，如加冰醋酸、乙醚、氯仿、甲醛等。（1）Clarke 氏改良剂（100%酒精 95ml，冰醋酸 5ml） ，用于冰冻切片的后固定。（2）乙醚（或氯仿）与乙醇等量混合液。Danos（ 1976）等认为其组织穿透性极强，即使涂片上富于过多的粘液，固定效果仍然良好，是理想的细胞固定液。（3）AAF 液：95%-100% 酒精 85ml，冰醋酸 5ml，浓甲醛 10ml。（4）Carnoy 氏液：100%酒精 60ml，氯仿 30ml，冰醋酸
44、 10ml，混合后 4。C 保存备用。（5）Methacarn 氏液：甲醇 60ml，氯仿 30ml，冰醋酸 10ml，混合后 4。C 保存备用。以上两种固定液适宜某些抗原，癌基因蛋白产物检测的固定，P53 抗癌基因蛋白产物，PC-NA 等抗原的保存。丙酮的组织穿透性和脱水性更强，常用于冰冻切片及细胞涂片的后固定，保存抗原性较好，平时 4。C 低温保存备用，临用时，只需将涂片或冰冻切片插入冷丙酮内 5-10min，取出后自然干燥，贮存于低温冰箱备用。以上介绍了免疫组织化学中常用的固定液，用于免疫组化的固定剂种类很多（见附录） ，不同的抗原和标本需经过反复试验，选用最佳固定液。不少学者认为，迄今
45、尚无一种标准固定液可以用于各种不同的抗原固定。而且同一固定液固定的组织，免疫组化染色标记结果可截然不同，致使人们无所适从。选择最佳固定液标准是：最好地保持细胞和组织的形态结构。 最大限度地保存抗原的免疫活性。一些含重金属的固定液在免疫组化技术中是禁用的。实际经验告诉我们，中性缓冲福尔马林（或多聚甲醛）是适应性较广泛的固定液，但固定时间不宜过长。必要时，可作多种固定液对比，从而选出理想的标准固定液。固定组织时应注意：应力求保持组织新鲜，勿使其干燥，尽快固定处理。组织块不易过大过厚，必须小于 2cm1.5cm0.3cm，尤其是组织块厚度必须控制在 0.3cm 以内。固定液必须有足够的量，在体积上一
46、般大于组织 20 倍以上，否则组织中心固定不良影响效果。 组织固定后应充分水洗，去除固定液造成的人为假象。（三）固定方法1浸入法（Immersion method） 将组织浸泡在固定液内，必要时可在低温（4。C ）环境下进行，固定时间可根据抗原的稳定性以及固定液性质而定，一般在 2-12h 之间。2 灌注法（Irrigation method） 此法适用于动物实验研究。自左心室插入主动脉，先以 krebs 或生理盐水冲冼血液后，以泵、吊筒或 50-100ml 注射器注入固定液。置灌注动物于 4。C 冰箱内，次日取出脑组织或其它组织。外周组织一般在灌注后 30min 内取材，取组织置同一固定剂中
47、浸入 1-3h，然后修整组织块。有主张用冷固定剂（4。C ）进行灌注。我们的体会是一般光镜下观察的标本，室温固定即可获满意效果。应该强调，保持组织新鲜是很重要的，据报告，肽类抗原活性在断绝血液供应后 24h 几乎完全丧失。灌注法固定可使固定液迅速达到全身各组织。达到充分固定之目的。灌注冲洗还能排除红细胞内假过氧化物酶的干扰。浸入法主要用于活检和手术标本，以及其它不能进行灌注的组织固定。冰冻切片需要抗原修复吗？冰冻切片一般不需要抗原修复，石蜡切片需要抗原修复。目前进行的常规石蜡切片标本，一般均用甲醛固定。事实上经甲醛固定的部分组织细胞，免疫组化标记敏感性明显降低，其原因为：(1)在用甲醛固定过程
48、中形成醛键而封闭了部分抗原决定簇；(2) 甲醛在保存过程中会形成羧甲基，而封闭抗原决定族；(3) 在用固定剂固定时，会使蛋白与蛋白之间发生交联，也可能会封闭抗原决定族。因此在染色时为取得良好的染色效果，必须对有些抗原进行预先修复。对于冰冻切片用西奈山环保组织固定液固定效果较好,可免除抗原修复步骤。如果是用 4%PFA 固定还是要考虑做抗原修复的。修复抗原的方法很多，一常用的抗原修复方法有微波修复法，高压加热法，酶消化法，水煮加热法等，常用的修复液是 pH6.0 的0.01mol/L 的柠檬酸盐缓冲液。也有人用蒸馏水修复抗原，方法如下：将脱蜡水洗过的切片放入盛有蒸馏水的容器中，置微波炉内高中火
49、5 min 煮沸，中低火维持沸腾状态 10 min。自然冷却，取出切片，滴加 3%的 H2O2，室温孵化 15 min，PBS 液洗 3 次，每次 5 min，其它按说明书染色步骤进行。二、组织切片技术应用于光镜的免疫组织化学染色的切片厚度一般要求5m 左右，神经组织的研究要求切片厚度在20-100m，有利于追踪神经纤维的走行。1冰冻切片 是免疫组织化学染色中最常用的一种切片方法。其最突出的优点是能够较完好地保存多种抗原的免疫活性，尤其是细胞表面抗原更应采用冰冻切片。新鲜的组织及已固定的组织均可作冰冻切片。 冰冻时，组织中水份易形成冰晶，往往影响抗原定位。一般认为冰晶少而大时，影响较小，冰晶小而多时，对组织结构损害较大，在含水量较多的组织中上述现象更易发生。冰晶的大小与其生长速率成正比，而与成核率（形成速率）成反比，即冰晶形成的数量愈多则愈小，对组织结构影响愈严重。因此，应尽量降低冰晶的数量。Fish 认为冰冻开始时，冰晶成核率较慢，以后逐渐增加，其临界温度为-33。C,从-30。C 降至-43。C 之间，成核率急剧增加达1018，然后再减慢。基于上述理论可采取以下措施减少冰晶的形成。（1）速冻，使组织温度骤降，缩短从
