1、在医学研究中，小鼠常常被选为实验对象，进行药理、毒理实验、肿瘤实验及各种急慢性实验。小鼠目前的给药方式有灌胃给药、腹腔注射、皮下注射、尾静脉注射等。尾静脉注射是一项重要的给药方法，由于小鼠尾静脉较细，尾静脉难度大，在学生实验中的广泛应用收到了限制。为此，笔者把实践过程中得出的一些经验介绍如下，以供大家交流。1. 器材与方法器材：1ml 一次性注射器，棉球，纱布，毛巾或面纱手套方法简介：将小鼠固定在小鼠固定器中，使其尾巴露出。用手指压迫尾根部的两侧片刻，一手指从下面托起尾尖部，与拇指捏住并微微转动，使左或右侧的静脉向上，一手持 4 号或 4.5 针头注射器，在距尾尖 1/2 或 1/3 处进针。
2、一次注射量为 0.05-0.1ml/10g 体重。注射完成后拔出针尖，把尾部向注射侧弯曲或以棉球压迫止血。2. 小鼠尾静脉注射的体会2.1 实验开始之时，应注意检查小鼠固定器是否完好，注射针头是否变钝，否则应注意更换，以免由于实验器材的问题造成不必要的困扰，影响实验的进度。2.2 小鼠尾部的血运十分丰富，在其背、腹及左右两侧有数条动静脉伴行的血管丛。其中背、腹各一根的动脉与左右各一根的静脉最为明显。动脉的位置相对较深且官腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于 0.60.5mm，但当遇到热水，75%酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉明显扩张，半径均
3、为 0.90.7mm。2.3 压迫尾根部使血管充盈，此外，使用 40左右的热水浸湿鼠尾 1020s 或使用 75%酒精棉球强擦，软化角质，还可以灯泡靠近鼠尾烤均可使血管更加充盈，清晰。局部还可以使用血管扩张药如硝酸甘油。用热水浸泡鼠尾时，注意水温不要太高，以免烫伤鼠尾，甚至引起脱皮。2.4 在实验过程中，注射器中含有少量气泡便可使小鼠出现呼吸急促，四肢抽搐，然后倒地死亡。所以，在进针前应排尽注射器中的空气，以免空气从静脉进入血液循环，形成空气栓塞，造成小鼠的死亡。2.5 进针时，针尖倾斜面朝上，以针头与鼠尾小于 15的夹角穿入小鼠尾部皮下静脉后，再以近乎平行的角度缓慢进针。进入后，针尖稍微上挑
4、，刺入已经充盈的尾静脉内 35mm。保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。刺入后肉眼可以看到血管内的针管，先缓注少量药液，若针头前进及推药均通畅，无阻力，且见液体沿静脉走向流动，则说明针头已经准确插入静脉内，表示针头已进入静脉，可继续注入。若推药有阻力甚至针头处出现白色隆起的皮丘，则表明未刺入血管，应重新向尾巴根部移动注射。2.6 进针推药时，因为小鼠尾静脉的血管壁较薄，应保持针管的相对平稳，以免针尖晃动，戳破血管，造成穿刺的失败。一般推药时速度要缓慢，推药要均匀，其速度不宜过快，以免造成小鼠血容量在短时间内急剧上升，造成充血性心力衰竭。2.7 注射时还发现有些小鼠的敏感性较高，即使在轻微刺激下，全身肌肉处于紧张状态，尾巴强直，或是小鼠受到刺激后，烦躁不安，尖叫、乱动，致使穿刺不易成功。此时，应稍等片刻，待动物安静后再行穿刺。2.8 穿刺尾静脉时要用一份平和的心态。穿刺成功了，不骄傲，尽量感受穿刺成功时的那种手感，同时总结出自己的一套成功的手法；失败了，不气馁，不浮躁，继续静下心来练习，相信天道酬勤。2.9 抓住一切可能的机会练习尾静脉。如在上实验课时，对完成教学任务的小鼠不要立即处死，可以充分的将其利用，来进行穿刺尾静脉练习。同时，在练习时，最好能两到三人组或一个小组，相互交流经验，相互学习，共同进步。小鼠尾静脉的穿刺是一个熟能生巧的过程，平时多加强练习，定能有所收获。
