1、2010 年第06 期（下）在医学研究中，小鼠常常被选为实验对象，进行药理、毒理实验、肿瘤实验及各种急、慢性实验。小鼠目前的给药方式有灌胃给药，腹腔注射，皮下注射，尾静脉注射等1 。尾静脉注射是一项重要的给药方法，由于小鼠尾静脉较细，尾静脉难度大，在学生实验中的广泛应用受到了限制。为此，笔者把实践过程中得出了一些经验介绍如下，以供大家交流。1.器材与方法器材：1ml 一次性注射器，棉球，纱布，毛巾或面纱手套方法简介：将小鼠固定在小鼠固定器中，使其尾巴露出。用手指压迫尾根部的两侧片刻， 一手食指从下面托起尾尖部,与拇指捏住并微微转动,使左或右侧的静脉向上，一手持4 号或4.5 号针头注射器，在距
2、尾尖1 2 或1 3 处进针。一次注射量为0.050.1 ml/10 g 体重。注射完后拔出针尖，把尾部向注射侧弯曲或以棉球压迫止血2。2.小鼠尾静脉注射的体会2.1 实验开始之时， 应注意检查小鼠固定器是否完好，注射针头是否变钝，否则应注意更换，以免由于实验器材的问题造成不必要的困扰，影响实验的进度。2.2 小鼠尾部的血运十分丰富，在其背、腹及左右两侧有数条动静脉伴行的血管丛。其中背、腹各一根的动脉与左右各一根的静脉最为明显。动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6 0 .5 mm，但当遇到热水,7 5 酒精， 或远
3、红外线的烘烤时， 尾静脉呈明显扩张， 平均为0.9 0 .7 mm3。2.3 压迫尾根部使血管充盈，此外，使用40 “ C 左右的热水浸泡鼠尾l 02 0 s 或使用75 酒精棉球强檫，软化角质，还可以灯泡靠近鼠尾烤均可以使血管更加充盈、清晰。4 局部还可以使用血管扩张药如硝酸甘油5。用热水浸泡鼠尾时，注意水温不要太高，以免烫伤鼠尾，甚至引起脱皮。2.4 在实验过程中，注射器中含有少量气泡便可使小鼠出现呼吸急促，四肢抽搐，然后倒地死亡。所以，在进针前应排尽注射器中的空气，以免空气从静脉进入血液循环，形成空气栓塞，造成小鼠的死亡。2.5 进针时， 针尖须斜面朝上， 以针头与鼠尾小于15“的夹角穿
4、入小鼠尾部皮下静脉后， 再以近乎平行的角度缓慢进针。进入后， 针尖稍微上挑， 刺入已经充盈的尾静脉内35mm。保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。刺入后肉眼可以看到血管内的针管，先缓注少量药液，若针头前进及推药均通畅，无阻力，且见液体沿静脉走向流动，则说明针头已经准确插入静脉内，表示针头已进入静脉，可继续注入。若推药有阻力甚至针头处出现白隆起、色的皮丘，则表明未刺入血管，应重新向尾巴根部移动注射。2.6 进针推药时，因为小鼠尾静脉的血管壁较薄，应保持针管的相对平稳，以免针尖晃动，戳破血管，造成穿刺的失败。一般推药时速度要缓慢，推药要均匀，其速度不宜过快，以免造成小鼠血容量在短时间内的急剧上
5、升， 造成充血性心力衰竭。2.7 注射时还发现有些小鼠的敏感性较高, 即使在轻微刺激下,全身肌肉处于紧张状态,尾巴强直,或是小鼠受到刺激后，烦躁不安，尖叫、乱动，致使穿刺不易成功。此时，应稍等片刻,待动物安静后再行穿刺。2.8 穿刺尾静脉时要用一份平和的心态。穿刺成功了，不骄傲，尽量感受穿刺成功时的那种手感，同时总结出自己的一套成功的方法；失败了，不气馁，不浮躁，继续静下心来练习，相信天道酬勤。2.9 抓住一切可能的机会练习尾静脉。如在上实验课时，对完成教学任务的小鼠不要立即处死，可以充分的将其利用，来进行穿刺尾静脉练习。同时，在练习时，最好能两到三人组成一个小组，相互交流经验，相互学习，共同
6、进步。小鼠尾静脉的穿刺是一个熟能生巧的过程。平时多加强练习，定能有所收获。【参考文献】1梁月琴,杨波.大鼠、小鼠给药及采血的几点体会J.山西医科大学学报，2000,31（1）：92-93.2徐叔云,卞如濂,陈修.药理实验方法学.第2 版M.北京:人民卫生出版社, 1991:156.3杨春练，方青枝小.鼠尾静脉作为新护士静脉穿刺训练模J医药世界，2005, (5)：69-70.4叶明霞,孔利佳,许迪,等.浅谈大小鼠尾静脉注射之经验体会J.中华临床医学杂志，2008；9（12）：58-59.5蒋兰兰，冯俊涛，罗百灵，等.硝酸甘油干预法对小鼠尾脉穿刺效果影响J.中国医学工程，2004，12(4)：9
7、 2.科小鼠尾静脉注射的几点体会蔡陈之1 陈凯琳2（1.中南大学土木建筑学院湖南长沙410000 ；2.兰州大学第二临床医学院甘肃兰州730000）【摘要】小鼠尾静脉注射是药理，毒理实验中常用的注射方法，也是医学学生必备的技能之一，本文主要总结了医学本科生小鼠尾静脉注射实验中的几点体会。【关键词】小鼠尾静脉注射；体会【Abstract】Intravenous injection in mice is a commonly used injection method in Pharmacology experiments and experimentalToxicology. And this
8、is a necessary skill of medical students This article mainly summarizes the experiences of the medicalundergraduate in mice intravenous injection.【Keywords】Mice intravenous injection ; Experiences作者简介：蔡陈之（1989） ，男，湖南益阳人，中南大学土木建筑学院本科在读。陈凯琳（1989） ，女，湖南安化人，兰州大学第二临床医学院本科在读。高教论述41小鼠尾静脉注射是药理、毒理实验中常用的注射方法，
9、有些实验要求注射时速快、准确。我们在长期的动物实验技能操作中，总结出一种新的小鼠尾静脉注射方法，具体方法介绍如下。1 器材1ml 一次性注射器，棉球、纱布、毛巾或棉纱手套。2 方法2.1 固定 小鼠尾部血管在背、腹侧及左右两侧均有集中分布，每侧均由数对伴行的动、静脉组成的血管丛。在这些血管中有 4 根十分明显：背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。两侧尾静脉比较容易固定。将小鼠置于实验台上，操作（甲）左手（戴棉纱手套，也可用毛巾或几层纱布盖住小鼠背部及头部）轻轻按住动物头部及身体，使其露出尾巴。拇指及食指捏住小鼠尾巴根部，注意避开血管。右手大拇指及食指挤压小鼠尾巴根部静脉并往尾巴尖部推，同时将尾
10、部向左或向右拧约 90，使一侧尾静脉充盈朝上。操作（乙）左手朝上，食指及中指置小鼠尾巴尾部，用拇指和食指控制小鼠尾巴角度，使其尾巴尖部朝下（图 1） 。左手食指及中指靠在实验台（桌）边缘，使小鼠尾巴与实验台保持平行。2.2 进针 （乙）右手持 1ml 注射器（4 号针头） ，使针头与静脉平行（小于 15） ，从尾下 1/4 处（约距尾尖 2cm）进针，于小鼠尾巴拐弯处平行刺入已经充盈的尾静脉内 35mm。注射器外套置于拇指及中指交叉处，并调整好位置，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线（图 2） 。2.3 注射 （乙）松开注射器，食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器按手，并将药液按一定速度
11、推入（图 3） ，同时（甲）松开挤压的血管。刺入后先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射时若出现隆起的白色皮丘，说明针头未注入血管，应重新向尾巴根部移动注射。这种注射方法准确率高、速度快，1h 可以完成注射约 100150 只。注射完毕后用棉球按压止血。一次注射量小鼠为 0.10.2ml/10g 体重。如需反复注射，应尽可能从小鼠尾巴末端开始，以后向尾巴根部方向移动注射。3 体会传统的小鼠尾静脉注射法是将小鼠置于特制的固定筒内（或倒置的大漏斗、乳钵下） ，使鼠尾在外。用体积分数为 70%75%的乙醇棉球涂擦尾部，或将鼠尾在 50热水中浸泡 30s，使血管扩张。左手拉尾尖，以右手持针。从鼠尾左右两侧尾静脉中，选择一条扩张最明显的尾静脉，将针尖刺入血管，推入药液。由于用上述方法进行小鼠尾静脉注射，操作繁琐，耗时较长，动物不能很好固定，而且血管不充盈而导致进针不准或者进针后由于动物挣扎，针头很容易刺穿血管，推注时通常阻力较大，且尾部肿胀变白而注射失败，准确率较低。我们用该方法指导学生实验和帮助校内外其他单位完成该实验，得到良好的效果。该方法准确、迅速，我们介绍该方法，以便用于药理学、毒理学等相关的小鼠尾静脉注射实验。
