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大鼠海马内σ受体在电针抑制电惊厥中的作用.docx

1、大鼠海马内受体在电针抑制电惊厥中的作用 摘要 目的:观察大鼠海马内受体在电针抑制电惊厥中的作用。方法:62只成年雄性Wistar大鼠分为6组。在大鼠电惊厥模型(通过双侧耳廓部的电极夹给予电刺激:50 Hz,60 mA,持续0.4 s,共3次,每次间隔5 min)上应用行为观察,用海马内微量注射受体激动剂或拮抗剂及脑电功率谱分析方法对惊厥及其程度进行分析;使用G6805-2电针治疗仪电针“风府”(GV16),“筋缩”(GV8),频率130 Hz,强度1 mA,持续10 min。结果:大鼠海马内微量注射受体激动剂1,3-双-2-甲苯基胍(1,3,di(2-tolyl)guanidine,DTG)8

2、.27 nmol可以抑制电惊厥发作,表现为痫样放电减轻,脑电总功率和主频功率降低,并且增强电针抑制电惊厥的作用。而大鼠海马内注射受体拮抗剂右吗喃1.5 nmol/0.5 l后则使电惊厥发作加剧,减弱了电针抑制电惊厥的作用(“针药”组与“针人工脑脊液”组及单纯药物组比较,P 关键词 电针;海马;电惊厥;受体 中图分类号 R363.2文献标识码A 文章编号1673-7210(2007)04(c)-012-03 大量的研究显示,癫痫发作与脑内的海马结构有十分密切的关系,海马内的阿片受体参与惊厥发作1,阿片受体目前至少分为、和受体2,受体有3个亚型3。我们以往的研究表明:受体活动增强可以加强惊厥发作4

3、,而受体活动加强则抑制其发作5。而受体的作用有不同的报道,特别是该受体在电针抗电惊厥中的作用更是未见报道。因此,本研究的目的是在大鼠电惊厥模型上采用海马内分别微量注射受体的激动剂、拮抗剂,观察该受体在电针抗电惊厥中的作用。 材料和方法 1.1 实验动物分组及模型 成年雄性健康Wistar大鼠62只,(22020)(中国科学院上海实验动物中心提供,清洁级),分为6组:1,3-双2-甲苯基胍1,3,di(2-tolyl)guanidine,DTG组、右吗喃组、ACSF(人工脑脊液)组、EA(电针)+DTG、EA+右吗喃组、EA+ACSF组。 采用我们实验室使用的惊厥模型 4,5,方法简述如下:经固

4、定在双侧耳廓部的电极夹给予电刺激(50 Hz,60 mA持续0.4 s,电击3次,每次间隔5 min)。引起电惊厥时动物表现为肢体痉挛,嘶叫,流泪和脑电图痫样放电。胸部及前肢的运动经碳换能器转换后输入幅度积分仪,5 min内总能量超过基础水平100%以上为惊厥发作。用四导生理记录仪器记录皮层脑电和肢体运动,用磁带数据记录仪(日本光电RGM-5403型)同步记录脑电,经专用信号处理机(日本三荣7T08型)分析脑电功率谱和频谱,反映脑电及脑功能活动的变化。 1.2微量注射方法 用戊巴必妥钠麻醉(2 mg/100 g,ip)。微量注射外套管直径0.8 mm,内套管直径0.4 mm,内套管尖端比外套管

5、长0.5 mm,根据Koning-Klipped大鼠头位立体定向图谱,取P3,R3/L3,H3.7海马体背部定位,海马内埋管备用。埋管后3 d进行实验。 电惊厥发作稳定后经事先埋置的套管分别注射人工脑脊液0.5 l, DTG8.27 nmol,右吗喃(dextrorphan)1.5 nmol/0.5 l。 1.3电针 给药后15 min开始电针,留针30 min后停10 min,然后再30 min。选用的穴位为“风府”(GV16),“筋缩”(GV8);使用G6805-2型电针治疗仪(上海医疗仪器厂),采用连续波,频率130 Hz,强度1 mA,持续10 min。 实验后注射活性染料氨黑10B

6、1 l,并作组织学检查,确定套管尖端的部位。 1.4统计学处理 数据用xs表示。使用SPSS11.5软件进行数据处理。组间比较用方差分析。 2 结果 2.1 海马内微量注射受体激动剂DTG对电针抑制电惊厥的影响 DTG组(n=10)在电惊厥发作模型稳定后通过套管微量注射DTG 8.27nmol/0.5 l,注射10 min后动物变得安静,肢体抖动明显减少,呼吸平稳。痫样放电波幅减小,频率降低;脑电总功率及主频功率减小,由致痫状态的0.910.08相对单位到0.410.06相对单位,具有显著性差异(P 而注射等量的ACSF大鼠的行为及脑电无明显变化(P0.05)。 DTG组与ACSF对照组比较,

7、脑电总功率及主频功率减小,低频成分增多,表现为比值增大,具有显著性差异(P 给药15 min后给予电针治疗(n=10),动物仍然处于安静状态,但是脑电痫样放电进一步减轻,脑电总功率与电针治疗前比较明显降低,并且脑电低频成分进一步增加,具有显著性差异(P 与EA+DTG相比,EA+ACSF组(n=10)虽然可以看到电针的抗惊厥的作用,但是作用强度较小(P 结果表明,DTG海马内微量注射能加强针刺抗电惊厥的作用。 2.2 海马内微量注射受体拮抗剂右吗喃对电针抑制电惊厥的影响 右吗喃组(n=8) 在电惊厥模型稳定后通过套管微量注射右吗喃1.5 nmol/0.5 l,注射10 min后动物开始挣扎,肢

8、体抖动明显增加,流泪,呼吸急促,伴有尖叫、便溺。痫样放电波幅增高,呈丛集状;脑电总功率及主频功率明显增大,由致痫状态的0.960.08相对单位到1.470.14相对单位,与单纯注射等量的ASCF对照组比较,低频成分减少,表现为比值减小。具有显著性差异(P 给药15 min后给予电针治疗(n=14),动物仍然处于电惊厥状态,脑电痫样放电进一步加剧,脑电总功率与电针治疗前比较明显增大,并且脑电低频成分进一步减少(P 同样的条件下,在电惊厥发作模型稳定后通过套管微量注射ASCF 0.5l,注射10 min后动物仍然处于电惊厥状态。痫样放电波幅、频率、脑电总功率及主频功率无明显的变化,给予ASCF 1

9、5 min后给予电针治疗,仍然可以看到其对电惊厥和脑电的抑制作用,与电针前比较,具有显著性差异(P 从以上结果可以看出,受体激动剂DTG和拮抗剂右吗喃对电惊厥的作用是相反的,即该受体激动剂可以促进抑制惊厥发作,而拮抗剂易化惊厥发作;同样的趋势,该受体激动剂可以增加针刺的疗效,促进电针抑制电惊厥;而拮抗剂拮抗了电针的抗惊厥的作用。 讨论 受体在是一种阿片受体,在脑内有较广泛的分布,海马内CA1-CA3区均有该受体的分布。其作用比较复杂,在惊厥研究方面其结果并不一致:有人认为该受体兴奋可以抑制癫痫的发作,Aram等6用DTG,SKF10,047等兴奋该受体后可以明显地降低痫样放电的频率。而Zuki

10、n等7则认为该受体兴奋后促进发作。Stringer等8观察到CA1-CA3突触传递的效能先稍升高然后降低。右吗喃是右甲吗喃(dextromethorphan,DM)的代谢物,在海人藻酸和 BAY k-8644癫痫模型上其抗惊厥作用比DM差9-12。 右吗喃对惊厥的作用机制比较复杂,它在大剂量(mmol级)时表现出激活NMDA受体的作用,而在小剂量(nmol级)时表现出特异性受体高亲和力,从而促进惊厥发作。本实验中海马内微量注射受体激动剂DTG后可见明显的抑制电惊厥的作用,而注射受体的拮抗剂右吗喃则由于阻断了受体,使发作加剧,表明受体与电惊厥有关,该受体的兴奋可以抑制电惊厥发作,这些实验结果与文

11、献报道相吻合。 海马内微量注射DTG后激活了受体,因此可以加强电针抑制电惊厥的作用,而注射该受体的拮抗剂右吗喃后拮抗了电针抗电惊厥的作用,提示受体参与了电针抗电惊厥作用。电针对抗电惊厥的作用的可能机制之一是通过激活海马内受体而发挥作用。 由于电惊厥发作涉及包括海马在内的脑内许多结构,虽然本研究表明海马内受体参与了电针抗电惊厥作用,但是总的脑内受体是否参与电针抗电惊厥作用,尚有待于进一步深入研究。 综上所述,受体与电惊厥有关,该受体的兴奋可以抑制电惊厥发作。电针可能是通过激活海马内受体而发挥抗惊厥作用的。 参考文献 1Frenk H.Pro-and anticonvulsant actions

12、of morphorine and the endogenous opioids:involvement and interaction of mutiple opiate and non-opiate systemJ.Brain Res Rev,1983,6(1):197. 2高焕民.针刺治疗癫痫与海马内、阿片受体的关系J.国外医学中医中药分册, 1997,19(5)22. 3Monnet FP, de Costa BR, Bowen WD.Differentiation of sigma ligand-activated receptor subtypes that modulate NM

13、DA-evoked 3H-noradrenaline release in rat hippocampal slicesJ. Br J Pharmacol,1996, 119(1):65. 4He XP,Cao XD.Effects of intrahippocampal delta receptors on inhibition of electroconvulsive shock by electroacupunctureJ.Acta Pharmacol Sinca,1989,10(3):197. 5高焕民,程介士.大鼠海马内Kappa阿片受体在电针抑制电惊厥中的作用J.针刺研究,1998

14、,23(2):122. 6Aram JA.Neocortical epileptogenesis in vitro:studies with NMDA,phencyclincline,sigma and dexmethorphan receptor ligandsJ.J Pharmacol Exp Ther, 1989,284(1):320. 7Zukin SR.Behavioral and biochemical strtrselectivity of sigma/PCP opiate receptorsJ. Brain Res, 1984,294(1):174. 8Stringer JL.

15、Blokade of long-term potentiation by phencyclinding and opiate in the hippocampus in vivo and in vitroJ. Brain Res, 1983,6(1):127. 9Kim HC, Ko KH, Kim WK, et al.Effects of dextromethorphan on the seizures induced by kainate and the calcium channel agonist BAY k-8644: comparison with the effects of d

16、extrorphanJ. Behav Brain Res,2001,120(2):169. 10Thurgur C, Church J.The anticonvulsant actions of sigma receptor ligands in the Mg2+-free model of epileptiform activity in rat hippocampal slicesJ. Br J Pharmacol,1998,124(5):917. 11Rawls S, Baron D, Geller E, et al. Sigma sites mediate DTG-evoked hypothermia in ratsJ.Pharmacol Biochem Behav, 2002,73(4):779. 12Soby K, Mikkelsen J, Meier E, et al. Lu 28-179 labels a sigma(2)-site in rat and human brainJ.Neuropharmacology,2002,43(1):95. (收稿日期:2007-03-08) 本文中所涉及到的图表、注解、公式等内容请以PDF格式阅读原文。第 8 页 共 8 页

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